INSTITUT D’ÉLEVAGE ET DE MÉDECINE VÉTÉRINAIRE DES...
INSTITUT D’ÉLEVAGE ET DE MÉDECINE
VÉTÉRINAIRE DES PAYS TROPICAUX
REVUE D’ÉLEVAGE
ET DE
MÉDECINE VÉTÉRINAIRE
DES PAYS TROPICAUX
Aspects biologiques de la multiplication
du virus de la peste des petits ruminants
ou PPR sur les cultures cellulaires
par A. LAURENT
Tome XXI (nouvelle série:
NO 3 - 19W
---- VIGOT
~--
FRÈRES, ÉDITEURS =:y=~==
23, rue de l’École-de-Médecine, PARIS-VI’
Rev. Elev. Méd. Véf. Pays trop., 1968, 21, 3 (297-308).
5
Aspects bioloqiques de la multiplication
.
du virus de la pesie des petits ruminants ou PPR
sur les cultures cellulaires (*)
par A. LAURENT
RÉSUMÉ
L’effet cytopathogène du virus PPR se traduit par des syncytiums, des inclu-
sions nucléaires et cytoplasmiques sur des cellules de différentes origines. II est
inactivé
par l’éther et à pH 3. Sa synthèse n’est pas bloquée par la S-iodo-déoxyu-
ridine. Sa structure étudiée au microscope électronique est semblable à celle
du virus de la peste bovine, quoique son diamètre soit plus grand. La morpho-
logie de sa multiplication examinée au microscope électronique n’a pas per-
mis de connaître son mode de pénétration, mais la sortie se fait par le bour-
geonnement de la membrane cellulaire. Son étude, du point de vue cyto-chimique
permet de supposer qu’il effectue un transit par le nucléole, et que les inclu-
sions nucléaires et cytoplasmiques sont formées d’ARN. L’ensemble des
résultats obtenus définit le virus PPR comme un Paramyxovirus et amène des
hypothèses intéressant son cycle de multiplication.
La peste des petits ruminants ou PPR, ren-
tures cellulaires de rein d’embryon de mouton ;
contrée dans les pays de l’Ouest africain est une
ces mêmes auteurs (1963) par des expériences
maladie contagieuse atteignant les chèvres et les
d’immunologie croisée ont mis en évidence
moutons. Elle se traduit par une fièvre élevée,
l’identité sérologique du virus bovipestique et
l’apparition au niveau des muqueuses buccales
du virus PPR.
et laryngées d’ulcérations suivie d’une violente
En complément des travaux précédents, il a
diarrhée. Elle se termine le plus souvent par la
paru intéressant d’étudier :
mort des animaux dans un état de profond
- son effet pathogène sur différentes cellules,
abattement.
- ses propriétés physico-chimiques,
Cette maladie due à un virus, a été décrite
- l’aspect morphologique et cytochimique
en 1942 par GARGADENNEC et LALANNE
de sa multiplication.
qui l’ont observée au Dahomey et en Côte-
d’lvoire, puis en 1956 par MORNET, ORUE
L’ensemble des résultats obtenus a conduit à
et coll., la maladie ayant sévi au Sénégal de
une meilleure connaissance de cet agent patho-
1956 à 1962. Elle a été rencontrée également
gène et a permis son intégration dans la classi-
fication moderne des virus.
*
au Nigeria en 1958 (JOHNSON).
MORNET, ORUE et coll. (1956) ont montré
son étiologie pestique, GILBERT et MONNIER
1. - EFFET CYTOPATHOGÈNE DU VIRUS PPR.
(1962) ont adapté le virus responsable aux cul-
.
A) Matériel et méthodes,
(*) Travail extrait du Diplôme d’Etudes Supérieures de
Zoologie, soutenu par Madame Annie Laurent le 31 octo-
Virus : le virus est un 7e passage sur cellules
bre1967à la Faculté des Sciences de l’Université de Dakar.
rénales d’embryon de mouton, de la suspension
291
virulente obtenue par GILBERT et MONNIER
fixées au Bouin alcoolique, colorées à I’héma-
(1962) à partir du sang défibriné d’un moL#ton
Iun-éosine et montées sur lames.
atteint spontanément de peste. Ce 7e passage
titre 105,3 DICT 50/ml calculées selon la methode
B) Résultats.
des totaux cumulatifs de Reed et Muench (1938).
1) Cellules de rein d’embryon de mouton :
les cultures celluluires
:
on a utilisé soit des
GILBERT et MONNIER (1962) ont décrit
cellules de première explantation soit des
l’effet pathogène du virus PPR sur ces cellules.
cellules de lignée continue.
A partir du 6~ ou 7e jour, se constituent de
Cellules de première explantation : elles ont
grands syncytiums dont les noyaux se disposent
été obtenues en suivant la technique mise au
en couronne autour d’une zone centrale circu-
point par PLOWRIGHT et FERRIS (1956), pour
laire ou ovoïde fortement éosinophlle.
Les
la culture des cellules rénales d’embryon de
noyaux de ces cellules contiennent ou non des
veau. Cette technique a également été employée
inclusions éosinophiles comme les inclusions
pour les reins d’embryon de chèvre et de mou-
cytoplasmiques qui se regroupent autour de la
ton, I’amnios humain et les reins de singe udLlIte.
couronne de noyaux. Cet aspect caractéristique
Leur milieu de croissance est constitué par du
des lésions de PPR se retrouve pour les cellules
HANKS LAYE.
de rein d’embryon de veau (Fig. l), de rein
Cellules de lignée continue : le virus PPR a été
d’embryon de chèvre (Fig. 2) et de rein de
cultivé sur les souches cellulaires suivantes :
singe (Fig. 3). II diffère sur cellules d’amnios
- la souche MDBKC ; établie par MADIN
humain où les noyaux peu nombreux sont
et DARBY (1958), elle provient de cellules de
groupés au centre du syncytium (Fig. 4).
rein de bovin adulte.
2) Cellules de lignée continue :
- la souche MS ; elle provient d’un rein de
L’effet cytopathogène du virus PPR est faible
singe adulte, Elle a été établie par l’Institut
et moins caractéristique. Dans les cellules
Intern. de la Santé de Tokyo (OZAWA, 1967).
MDBKC (Fig. 5) et MS (Fig. 6), les inclusions
- la souche BHK 21 ; elle provient d’un rein
nucléaires sont plus nombreuses que dans les
de hamster âgé de 5 jours. Elle a été établie
cellules BHK 21. Celles-ci présentent des syncy-
en 1961 par STOKER et MacPHERSON.
Les
tiums de forme très allongée (Fig. 7).
cellules de lignée continue sont mises en culture
dans du EARLE auquel on ajoute des ac des
aminés et de l’extrait de levure, dit EARLE
II. - PROPRIÉTÉS CHIMIQUES
«croissance » (BOURDIN et BERNARD, 1967).
A) Inactivation par l’éther.
Pour la mise en culture de tous les types de
cellules, 10 p, 100 de sérum de veau sont ajoutés
Une suspension de virus PPR en HANKS LAYE,
au milieu ; ils sont remplacés par 2 p. 100 de
titrant 10.5,3 DICT 50 est distribuée dans deux
sérum de boeuf aux changements de milieu.
béchers à large ouverture. Dans l’un, on ajoute
20 p. 100 d’cither, dans l’autre 20 p. 100 d’eau
Les cellules sont réparties en tubes à lamelle,
distillée et après agitation les deux béchers sont
ce qui en permet l’examen après fixation et
laissés à + 4 OC, Au bout de 12 heures, le
coloration. Les cellules sont cultivées à latempé-
mélange éther-virus est soumis à l’action du vide
rature de 37 OC ; elles mettent 24, heures pour se
pendant 30 minutes. Enfin les deux solutions
fixer sur le verre, 48 heures pour recouvrir la
sont titrées sur cultures cellulaires. Les titres
lamelle d‘un tapis cellulaire. C’est à ce moment
finals sont : nul pour le virus traité par l’éther
qu’elles sont inoculées à raison de 0,2 ml par
.
sans changement pour le virus non traité.
tube de suspension virulente.
Virus et cellules sont laissés en contact 30 minu-
B) Action du pH.
tes à la température ambiante, puis un milieu
neuf est remis. Lorsque les lésions apparaissent,
Dans deux erlenmeyers, on distribue 9 ml de
vers le 6e ou 7e jour et que l’effet cytopathogène
milieu de Eagle à pH 3 dans l’un, et 9 ml de
est net, les lamelles sont extraites des tubes,
milieu de Eagle à pH 7,4 dans l’autre. Dans
298
.
.i.f
Fig. 1. - Polycaryocyte sur cellules rénales d’embryon
Fig. 2. - Polycaryocyte sur cellules rénales d’embryon
de veau.
de chèvre.
Fig. 3. - Polycaryocyte sur cellules rénales de singe.
Fig. 4. - Polycaryocyte sur cellules d’amnios humain.
299
Fig, 5. - Polycaryocyte sur cellules MDBKC.
Fig. 6. - Polycaryocyte sur cellules MS.
Fig. 7. - Polycaryocyte
sur cellules BHK 21.
,
3 0 0
chacun, on ajoute 1 ml de suspension virulente
B) Multiplication du virus PPR :
titrant 105>5 DICT 50. Ces deux mélanges* sont
laissés 3 heures à la température ambianle
1) Mafériel ef méthodes.
puis titrés. Le résultat du titrage montre que le
Pour ce travail, le virus PPR a été cultivé sur
virus est inactivé à pH 3.
cellules de rein d’embryon de mouton dans les
flacons de 60 ml de type « mexicain ». Ces
C) Action des pyrimidines halogénées.
cellules inoculées ont été fixées à des temps
variables après l’inoculation au tétroxyde d’os-
On prépare une solution mère d’lDU à 10-3M
mium à 1 p. 100 en tampon Milloning, Une
{cette solution contient 354 mg d’lDU p. 1.000).
ouverture rectangulaire a été pratiquée sur la
Des tubes à lamelles contenant une culture de
face des flacons opposée au tapis cellulaire. Les
rein d’embryon de mouton âgée de 48 heures,
capsules de gélatine emplies d’Epon 812 ont été
sont inoculés avec un 7e passage du virus PPR.
renversées sur les cellules. Après polymérisation,
Une partie des tubes reçoit I’IDU à la concentra-
les capsules sont décollées à l’aide de neige
tion de 10-5 M, c’est-à-dire 1 ml de la solution
carbonique et débitées en coupes ultra-fines qui
à 10-3 M (Il) ; une autre partie reçoit I’IDU à la
sont déposées sur des grilles carbonées et colo-
concentration de 1O-G M, c’est-à-dire 0,l ml de la
rées à l’acétate d’uranyle. Le microscope élec-
solution à 10~~ M (III). Le reste des tubes est
tronique est un appareil de type OPL (*).
inoculé normalement (1).
Les liquides virulents 1, II et III sont récoltés
2) Résultats.
et titrés sur cultures cellulaires :
Les examens de cellules de mouton inoculées
(1) : 104,”
et fixées à différents temps n’ont pas permis
(II) : 103.5
d’élucider le cycle de multiplication du virus,
en particulier son mode de pénétration dans la
(Ill) : 10~~2.
cellule. En ce qui concerne les Myxovirus et les
Ces résultats montrent aux erreurs d’expé-
Paramyxovirus myxophiles. DALES et CHOP-
rience près, que la synthèse du virus PPR n’est
PIN (1962) pour I’lnfluenza et COMPANS et coll.
pas bloquée par I’IDU et qu’il est un virus à ARN
(1966) pour le Para-lnfluenza ont observé que
par conséquent.
ces deux virus pénétraient dans la cellule par le
phénomène de pinocytose. A la suite de ce
processus,
les particules virales sont englobées
III. - ASPECT MORPHOLOGIQUE
en entier dans des vacuoles cytoplasmiques où
elles se désintègrent rapidement pour finalement
DE LA MULTIPLICATION DU VIRUS PPR
disparaître dans la masse cytoplasmique. Ce
AU MI C R O S C O P E ÉLECTRONIQUE
phénomène se produit dans la demi-heure qui
suit l’inoculation.
A) Structure du virus PPR :
Quant au virus PPR, on note simplement que
L’étude du virus PPR en coloration negative
les particules virales semblent s’accoler à la
au microscope électronique a fait l’objet d’une
membrane cellulaire entre la IOe et la 30e minute
publication (BOURDIN et LAURENT, 1967).
(photo no 1). A partir de cette époque, il n’est pas
Elle a permis d’observer que les particules
possible de retrouver de forme virale à l’intérieur
virales de PPR ont une structure semblable à
des cellules infectées. Cette phase correspond à
celle des Paramyxovirus : une membrane
la période d’éclipse qui s’étend de la 20 à la
hérissée de projections à l’intérieur de laquelle
6~ heure. Après cette phase, on constate que
s’enroule un filament hélicoïdal formé d’acide
I’ergastoplasme subit d’importantes transfor-
ribonucléique entouré de protéines, la nucléo-
mations caractérisées
par l’abondance des
capside. Ces particules grossièrement sphériques
ribosomes (photo no 2). Ce phénomène a été
ont une taille qui varie de 1.500 à 8.000 .\\ avec
une majorité nette de particules de grande taille
(*) Nous prions Monsieur le Professeur BOISSON et
(5.000 à 8.000 &A), Le diamètre du filament
ses collaborateurs de trouver ici l’expression de toute
notre gratitude pour les facilités de travail qu’ils nous ont
hélicoïdal est en moyenne de 180 A,
accordées.
301
Photo no 1. - 30 minutes après I’infeciion de cellules rénales d’embryon de mouton. Les flèches
montrent l’apparent accolement des particules virales à la membrane cellulaire. Grossis. : x 30.000.
Photo no 2. - à partir de la sixième heure après l’inoculation la cellule est le siège de synthèses
intenses, caractérisées par l’abondance des ribosomes (flèches). Le noyau (N) ei les mitochon-
dries (Mi) sont intacts. Grossis. : x 20.000.
302
.
.
observé par MANNWEILER (1965) pour le virus
IV. - ÉTUDE CYTOCHIMIQUE
de la rougeole, et par PROv0ST.e; coll. (1965)
DE LA MULTIPLICATION DU VIRUS PPR
pour le virus de la peste bovine. Ce fait semble-
SUR CULTURES CELLULAIRES
rait indiquer que la synthèse des constituants du
virus s’effectue à ce niveau. On remarque sur la
A) Matériel et méthodes.
photo no 2 que les mitochondries et le noyau ne
présentent pas d’altérations.
1) Microfluoroscopie
:
A partir de la ‘l2e heure, la membrane cellu-
On s’est servi de l’orangé d’acridine suivant
laire montre à sa surface des bourgeons dont le
les techniques de VON BERTALANFFY ET
nombre va croissant à la 24e et à la 48e heure
BICKS (1956) et d’ARMSTRONG (1956). L’orangé
(photo no 3). Ces formations peuvent exister à
d’acridine est dilué au 1~10.000 dans un tampon
la surface des cellules normales mais elles sont
acétate à pH 4. La coloration se fait immédiate-
alors en petit nombre et ne présentent pas la
ment avant l’observation au microscope à
même structure.
lumière bleue. Le microscope utilisé est un
Comme cela a été décrit pour les autres
Reichert muni d’une lampe OSRAM NB0 200
Paramyxovirus et, en particulier par RECZKO
et d’un filtre d’excitation E2-UT I/l ,5 mm.
et BOGEL (1962) p our le virus Para-lnfluenza
2) Coloration au vert de méfhyle-pyronine ef tesf
et PROVOST, QUEVAL et BORREDON (1965)
de Brachet :
pour le virus bovipestique, la sortie du virus
PPR à partir de cellules infectées se fait par un
La technique de coloration au vert de méthyle-
bourgeonnement de la membrane cellulaire.
pyronine et le traitement d’une série de lamelles
La photo ne 3 nous montre la formation de ces
par la ribonucléase au lj5.000 à 60 OC sont les
bourgeons qui s’étranglent et libèrent les parti-
techniques employées par BONISSOL (1966). La
cules virales présentes en grand nombre dans
coloration a été faite à -fi 4 OC comme le conseille
le milieu extérieur.
LISON (1960).
Ce phénomène de bourgeonnement dure
3) Réaction nucléale de Feulgen :
environ jusqu’au 7e jour, puis va en diminuant
avec /a formation des syncytiums ; à partir de ce
La technique classique décrite par LISON
stade, on constate la présence, dans le cyto-
(1960) a été utilisée. La fuchsine est du chlorhy-
plasme d’amas de structure filamenteuse, denses
drate de parasonaniline.
aux électrons (photo no 4). Ces amas représen-
B) Résultats.
tent les inclusions cytoplasmiques décrites par
TAJIMA et coll. (1967) pour des cellules rénales
Comme PALACIOS (1965), en microfluoro-
d’embryon de veau infectées avec le virus de la
scopie, il a été noté une brillance plus forte
peste bovine. D’après ces auteurs ces inclusions
dans les nucléoles des cellules inoculées. Cette
seraient des amas d’acide ribonucléique viral.
fluorescence plus vive indiquerait une synthèse
Dans les cellules contenant de telles inclusions,
d’ARN dans les nucléoles due à un transit de
on observe un arrêt du phénomène de bourgeon-
I’ARN viral dans ces organites. Cette brillance
nement comme si la membrane cellulaire avait
est visible à partir de la 2e heure et disparaît au
subi une altération la rendant inapte à produire
bout de 32 heures. Pendant les jours suivants,
du virus. Les acides ribonucléiques ainsi pro-
nous n’avons pu voir de différences entre cellules
duits et ne pouvant étre libérés, s’accumule-
normales et cellules infectées. Mais ù partir
t-aient dans le cytoplasme.
du 7” jour le cytoplasme prend à son tour une
L’examen des cellules infectées, prélevées
fluorescence orange. Dans les polycaryocytes,
au 13e jour montre l’abondance des inclusions
les inclusions nucléaires et cytoplasmiques ne
cytoplasmiques et en outre, une modification
sont pas fluorescentes.
de la partie centrale du noyau caractérisée par
La coloration des lamelles au vert deméthyle-
une zone moins dense aux électrons que la
pyronine suivie du test de Brachet montre comme
périphérie. Cette modification de la structure
pour la coloration à l’orangé d’acridine, une
du noyau représenterait les inclusions observées
teinte plus vive au niveau des nucléoles à partir
à l’examen optique (photo no 5).
de la 20 heure. Cette technique permet de mon-
303
Photo no 3. -12 heures après l’infection, le phénomène de bourgeonnement de la cellule commence.
Les bourgeons s’étranglent, se scindent et libèrent les particules complètes dans le milieu
extérieur (flèches). Grossis. : x 20.000.
Photo no 4. - Inclusion cytoplasmique, 8 jours après l’infection. On peut noter l’aspect
filamenteux et le contour bien délimité de cette inclusion. Grossis. : x 20.000.
304
Photo no 5. - Inclusion nucléaire, 13 jours après l’infection. Elle apparaît comme un cercle
moins dense aux électrons aue la périphérie. Son aspect est très différent de celui de la photo no 4.
Grossis. : x 7.000.
c
trer que les inclusions nucléaires et cytoplas-
L’examen du virus PPR en microscopie élec-
.
miques dans les plasmodes sont riches en ARN.
tronique après coloration négative (BOURDIN
La réaction nucléale de Feulgen a été appli-
et LAURENT, 1967) a montré que sa structure
quée sur des lamelles inoculées depuis 8 jours,
était semblable à celle du virus de la peste
lorsque l’effet cytopathogène est net, Elle donne
bovine mais qu’il était de plus grande taille.
une teinte violet-pourpre avec I’ADN. II n’a pas
L’examen des cellules infectées au microscope
été noté la présence d’ADN ailleurs que dans
électronique n’a pas permis d’élucider son mode
les noyaux. Ni les inclusions nucléaires, ni les
de pénétration, mais a montré que ces cellules
inclusions cytoplasmiques n’en possèdent.
étaient le siège d’une synthèse intense carac-
térisée par l’abondance des ribosomes et que
la sortie du virus se faisait sous la forme de
v. - DISCUSSION
bourgeonnements de la membrane cellulaire.
L’étude de l’effet cytopathogène du virus PPR
L’étude des propriétés chimiques amène à
sur cultures cellulaires a montré que celui-ci
conclure que le virus PPR est inactivé par l’éther,
se multipliait dans les cellules rénales d’embryon / :à pH 3 et qu’il n’est pas inhibé par les pyrimidines
de mouton, de veau, de chèvre, dans les cellules
halogénées.
a
rénales de singe, dans les cellules d’amnios
L’ensemble des résultats obtenus conduit à
humain, dans les lignées cellulaires MS, BHK 21
intégrer le virus PPR dans la classification
et MDBKC.
moderne des virus, mise au point par le CINV (*)
Cette multiplication se traduit par la formation
.
en 1966 suivant la systématique de LWOFF,
de syncytiums, d’inclusions cytoplasmiques et
nucléaires. Les syncytiums sont plus ou moins
importants et d’un aspect différent suivant le
(*) C. 1. N. V. : Comité International de Nomenclature
type de cellules.
des Virus.
305
.
REVUE D’ÉLEVAGE
2
HORNE et TOURNIER (1962) de la manière
cine C, qui a la propriété de bloquer I’ADN
suivante :
codant la synthèse de I’ARN, à des concentra-
Phylum : vira.
tions identiques avait une action différente sur
Subphylum : ribovira (virus à ARN)
deux virus à ARN, la synthèse du virus Influenza
Classe : Ribohelica (symétrie hélicoïdale)
étant bloquée, celle du virus de la maladie de
O r d r e : Sagovirales (pourvus d’une enve-
Newcastle ne l’étant pas. Ceci laisse supposer
‘OP Pe)
que le virus Influenza a un cycle nucléaire et le
Famille : paramyxoviridae
virus de la maladie de Newcastle, un cycle
Genre : Paramyxovi rus
cytoplasmique.
Espèce type : Para-lnfluenza.
- L’origine des inclusions nucléaires et cyto-
plasmiques. Ce dernier stade de la multiplica-
tion virale se produit en même tempq que la
VI. - CONCLUSION
formation des cellules multinuclées. D’après
l’étude cytochimique, ces inclusions semblent
Les recherches sérologiques, morphologiques
Formées uniquement d’ARN. Au microscope
et chimiques permettent de penser que le virus
Ilectronique, elles ne présentent pas la même
PPR est un virus bovipestique adapté aux petits
structure. Les inclusions cytoplasmiques ont une
ruminants. Cependant, dans la biologie de sa
structure dense, filamenteuse, une forme variable
multiplication, plusieurs points restent obscurs :
mais bien délimitée. TAJIMA et coll. (1966)
- le mode de pénétration dans la cellule,
doient en elles une accumulation d’ARN viral.
Malgré l’observation d’un apparent accolement
I est plausible de supposer que cet ARN ne
du virus à la membrane cellulaire, de débris,
leut se libérer, la membrane cellulaire étant
peut-être viraux, dans les vacuoles cytoplas-
détruite et ne permettant plus la formation de
miques, il n’est pas possible de répondre à cette
/irions complets. Les inclusions nucléaires sont
question : le virus PPR pénètre-t-il dans la
)eu denses aux électrons ; elles résulteraient
cellule vivante par pinocytose ou introduit-il
je la dégradation de la chromatine.
seulement son ARN en laissant son enveloppe
Les techniques d’immunofluorescence et de
vide à l’extérieur ?
narquage des antigènes viraux permettraient
Pour la suite du cycle de multiplication, l’étude
ie suivre avec plus de précision le cheminement
cytochimique permet de supposer que I’ARN
ie l’acide nucléique viral et de trouver une
viral effectue un transit par le nucléole coml-ne
,olution à ces points demeurés obscurs.
semble le prouver la synthèse de I’ARN au
Institut d’E/evoge et de Médecine
niveau de cet organite.
vétérinaire des Pays tropicaux
Cette hypothèse devrait être confirmée par
Laboratoire nafionol de /'Elevage et
l’emploi de la mytomycine C. NAYAK et RAS-
de Recherches véférinaires
MUSSEN (1966) ont montré que la myTomy-
de Dakar-Hans.
SUMMARY
Biological aspects of the multiplication of Pest of small ruminants virus
or P. S. K. on cell cultures
The cytopathogenic effect of P. t% R. virus is shown by syncytiums, nucleal
and cytoplasmic inclusions in ceils of var1ous origins. This virus is inactivated by
ether and at pH 3. Its synthesis is no1 stopped by the 5-iodo-deoxyuridine,
Its confi-
guration, as shown by electroric microscope, is similar to that of Rinderpest
virus, though its diameter is more important. Its penetration has not been evi-
denced in spite of examination wiih electronic microscope of the morphology
of its multiplication, but the exit is made by the budding of cell-membrane. The
cytochemical study suggested that its transit occurs through the nucleolus and
306
i
that the nucleal and cytoplasmic inclusions are made from RNA. These results
showed that P. S. R. virus is a myxovirus and suggested some interessing infor-
mation about its multiplication cycle.
RESUMEN
Aspectos biohgicos de la multiplicacih del virus de la peste de 10s pequeéos
ruminantes (PPR) sobre 10s cultivas celulares
Los sincicios, las inclusiones nucleares y citoplasmicas encontrados sobre
células de varias origenes resuitan de la acci6n citopatogena del virus PPR.
Est6 Inactivado el dicho por el éter y en pH 3. No se detiene su sintesis por la
5-iodo-deoxiuridina. Su estrktura estudiada con el microscopio electronico es
semejante con la del virus de la peste bovina, aunque su diametro sea mas
importante. No permiti6 conocer su modo de penetracion la morfologia de su
multiplicaci6n examinada en el microscopio electronico, sino la salida se hace
por un brote de la membrana celular.
El estudio citoquimico del virus permite suponer que éste sigue un transito
por en medio el nucleolo, y que se forman las inclusiones nucleares y citoplas-
micas con el ARN.
Seg6n 10s resultados obtenidos, el virus PPR seria un paramixovirus, y se
emiten hipotesis en cuanto a su ciclo de multiplicacicjn.
BIBLIOGRAPHIE
1. ARMSTRONG (J .). - Histochemical diffe-
and virulent virus cell interactions of the
renciation of nucleic acids by means o f
Para-lnfluenza virus SV5. Virology, 1966, 30,
induced fluorescence. 1. of exp. cells res.,
41 I-426.
1956, II, 1, 640.
7. DALES (S.) et CHOPPIN (P. W.). - Atta-
2. BONISSOL (C.). - Etude de cellules infec-
chment and penetration of Influenza virus.
tées par les Myxovirus Para-lnfluenza de
Virology, 1962, 18, 489-493.
type 2 et 3 et le virus respiratoire syncytial.
8. GARGADENNEC (L.) et LALANNE (A.). -
II. Etude cytochimique. Ann. Insf. P&eur,
La peste des petits ruminants. Bull. Serv. zoo-
1966, Ill, 2, 265-281.
fech. Epiz. A. 0. F., 1942, 5, 1,16-21,
3. BOURDIN (P.) et BERNARD (G.). - Appli-
9. GILBERT (Y.) et MONNIER (J.). -Adap-
cation de la méthode de séro-neutralisation
tation du virus de la PPR aux cultures cellu-
cinétique à la recherche des anticorps neu-
laires. Rev. Méd. véf. Pays trop., 1962, 15, 4,
tralisants le virus de la peste bovine chez
321-335.
les bovins, les caprins et les ovins. Rev. Elev.
10. GILBERT (Y.) et MONNIER (J.). - Rapport
Méd. Pays frop., 1967, XX, 4, 531-536.
annuel de la région de recherches vétérinai-
4. BOURDIN (P.) et LAURENT (A.). -- Note
res et zootechniques de l’Ouest africain,
sur la structure du virus de la peste des
1963.
petits ruminants. Rev. Elev. Méd. véf. Pays
11. J O H N S O N ( R . H . ) . - A n o u t b r e a k o f
t
frop., 1967, XX, 3, 383-386.
rinderpest involving cattle and sheep. Vef.
5. COMITÉ INTERNATIONAL DE NOMEN-
Rec., 1958, 70, 457-461,
CLATURE DES VIRUS. -9e Congrès de
12. LISON (L.). - Histochimie et cytologie ani-
Microbiologie à Moscou, 1966.
males. Edit. Gauthier-Villars, 1960.
6 . C O M P A N S ( R . W . ) , H O L M E S ( K . V . ) ,
13. LWOFF (A.), HORNE (R. N.) et TOUR-
SAMUEL (D.) and CHOPPIN (P. W.). -
NIER (P.). - Un système des virus. C. R.
An electron microscopic study of moderate
acad. Sci., Paris, 1962, 254, 4225-4227.
14. MADIN (S. H.) et DARBY (N. B.). - Esta-
20. PLOWRIGHT (W.) et FERRIS (R. D.). -
blished kidney cell lines of normal adult
Cytopathogenicity of rinderpest virus in
bovine and ovine origin. Pr-oc. for- the Soc.
tissue culture. Nature, 1957, 179, 316.
exp. Biol. ond Med., 1958, 98, 574-576.
21, PROVOST (A.), QUEVAL (R.) et BORRE-
15. MANNWEILER (K. L.). - Ultrastructural
DON (C.). - Quelques recherches fonda-
examinations of tissue culture after infec-
mentales sur le virus bovipestique. Rev. Elev.
tion with measles virus. Arch. f. Virusfors-
méd. vét. Pays trop., 1965,18,4, 371-383.
chung, 1965, 16, 81-96.
22. RECSKO (E.) et BOGEL (K.). - Electre-
16. MORNET (P.), ORUE (J.), GILBERT (Y.),
nenmikroskopische untersuchungen uber das
THIERRY (G.) et SAW MAMADOU. -- ILa
verhalten eines von kalb isolierten para-
peste des petits ruminants en Afrique occi-
influenza virus in kalbernnierenzel kulturen.
dentale française. Ses rapports avec la peste
Arch. f. Virusforschung, 1962, 12, 404-420.
bovine. Rev. Elev. méd. vét. Pays trop., 1956,
23. REED (L. 1.) et MUENCH (H.). - Amer.
9, 313-342.
J. Hyg., 1938, 27, 493.
17. NAYAK (D. P.) et RASMUSSEN (F.). -
24. STOKER (M.) a n d MacPHERSON (1.). -
Influence of mytomycin C on the replica-
Syrian hamster fibroblast cell line BHK 21
tion of Inflenza viruses. Virology, 1966, 30,
and itsderivatives. Nature, 1964, 203,1355-53.
673-683.
25. TAJIMA (M.), USHIJIMA (T.), KISHI (S.)
1%. OZAWA (Y.). - Studies on the replication
and NAKAMURA (J.). - Electron micros-
of african horse sickness virus in two diffe-
copy of cytoplasmic inclusion bodies in
rent cell line cultures. Arch.f. Virusforschung,
cells infected with rinderpest virus. Virology,
1967, XXI, 2, 155-177.
1967, 31, 92-100.
19. PALACIOS (0.). - Cytochemical and fluo-
26. VON BERTALANFFY (L.) et BICKS (1.). -
rescent antibody studies on the growth of
Identification of cytoplasmic basophilis ribo-
measles virus in tissue culture. Arch. [ Vi-
nucleic acid by fluorescence microscopy.
rusforschung, 1965, 16, 83-89.
J. Histochem., 1956, 4, 481-493.
VÉTÉRINAIRE DES PAYS TROPICAUX
REVUE D’ÉLEVAGE
ET DE
MÉDECINE VÉTÉRINAIRE
DES PAYS TROPICAUX
Aspects biologiques de la multiplication
du virus de la peste des petits ruminants
ou PPR sur les cultures cellulaires
par A. LAURENT
Tome XXI (nouvelle série:
NO 3 - 19W
---- VIGOT
~--
FRÈRES, ÉDITEURS =:y=~==
23, rue de l’École-de-Médecine, PARIS-VI’
Rev. Elev. Méd. Véf. Pays trop., 1968, 21, 3 (297-308).
5
Aspects bioloqiques de la multiplication
.
du virus de la pesie des petits ruminants ou PPR
sur les cultures cellulaires (*)
par A. LAURENT
RÉSUMÉ
L’effet cytopathogène du virus PPR se traduit par des syncytiums, des inclu-
sions nucléaires et cytoplasmiques sur des cellules de différentes origines. II est
inactivé
par l’éther et à pH 3. Sa synthèse n’est pas bloquée par la S-iodo-déoxyu-
ridine. Sa structure étudiée au microscope électronique est semblable à celle
du virus de la peste bovine, quoique son diamètre soit plus grand. La morpho-
logie de sa multiplication examinée au microscope électronique n’a pas per-
mis de connaître son mode de pénétration, mais la sortie se fait par le bour-
geonnement de la membrane cellulaire. Son étude, du point de vue cyto-chimique
permet de supposer qu’il effectue un transit par le nucléole, et que les inclu-
sions nucléaires et cytoplasmiques sont formées d’ARN. L’ensemble des
résultats obtenus définit le virus PPR comme un Paramyxovirus et amène des
hypothèses intéressant son cycle de multiplication.
La peste des petits ruminants ou PPR, ren-
tures cellulaires de rein d’embryon de mouton ;
contrée dans les pays de l’Ouest africain est une
ces mêmes auteurs (1963) par des expériences
maladie contagieuse atteignant les chèvres et les
d’immunologie croisée ont mis en évidence
moutons. Elle se traduit par une fièvre élevée,
l’identité sérologique du virus bovipestique et
l’apparition au niveau des muqueuses buccales
du virus PPR.
et laryngées d’ulcérations suivie d’une violente
En complément des travaux précédents, il a
diarrhée. Elle se termine le plus souvent par la
paru intéressant d’étudier :
mort des animaux dans un état de profond
- son effet pathogène sur différentes cellules,
abattement.
- ses propriétés physico-chimiques,
Cette maladie due à un virus, a été décrite
- l’aspect morphologique et cytochimique
en 1942 par GARGADENNEC et LALANNE
de sa multiplication.
qui l’ont observée au Dahomey et en Côte-
d’lvoire, puis en 1956 par MORNET, ORUE
L’ensemble des résultats obtenus a conduit à
et coll., la maladie ayant sévi au Sénégal de
une meilleure connaissance de cet agent patho-
1956 à 1962. Elle a été rencontrée également
gène et a permis son intégration dans la classi-
fication moderne des virus.
*
au Nigeria en 1958 (JOHNSON).
MORNET, ORUE et coll. (1956) ont montré
son étiologie pestique, GILBERT et MONNIER
1. - EFFET CYTOPATHOGÈNE DU VIRUS PPR.
(1962) ont adapté le virus responsable aux cul-
.
A) Matériel et méthodes,
(*) Travail extrait du Diplôme d’Etudes Supérieures de
Zoologie, soutenu par Madame Annie Laurent le 31 octo-
Virus : le virus est un 7e passage sur cellules
bre1967à la Faculté des Sciences de l’Université de Dakar.
rénales d’embryon de mouton, de la suspension
291
virulente obtenue par GILBERT et MONNIER
fixées au Bouin alcoolique, colorées à I’héma-
(1962) à partir du sang défibriné d’un moL#ton
Iun-éosine et montées sur lames.
atteint spontanément de peste. Ce 7e passage
titre 105,3 DICT 50/ml calculées selon la methode
B) Résultats.
des totaux cumulatifs de Reed et Muench (1938).
1) Cellules de rein d’embryon de mouton :
les cultures celluluires
:
on a utilisé soit des
GILBERT et MONNIER (1962) ont décrit
cellules de première explantation soit des
l’effet pathogène du virus PPR sur ces cellules.
cellules de lignée continue.
A partir du 6~ ou 7e jour, se constituent de
Cellules de première explantation : elles ont
grands syncytiums dont les noyaux se disposent
été obtenues en suivant la technique mise au
en couronne autour d’une zone centrale circu-
point par PLOWRIGHT et FERRIS (1956), pour
laire ou ovoïde fortement éosinophlle.
Les
la culture des cellules rénales d’embryon de
noyaux de ces cellules contiennent ou non des
veau. Cette technique a également été employée
inclusions éosinophiles comme les inclusions
pour les reins d’embryon de chèvre et de mou-
cytoplasmiques qui se regroupent autour de la
ton, I’amnios humain et les reins de singe udLlIte.
couronne de noyaux. Cet aspect caractéristique
Leur milieu de croissance est constitué par du
des lésions de PPR se retrouve pour les cellules
HANKS LAYE.
de rein d’embryon de veau (Fig. l), de rein
Cellules de lignée continue : le virus PPR a été
d’embryon de chèvre (Fig. 2) et de rein de
cultivé sur les souches cellulaires suivantes :
singe (Fig. 3). II diffère sur cellules d’amnios
- la souche MDBKC ; établie par MADIN
humain où les noyaux peu nombreux sont
et DARBY (1958), elle provient de cellules de
groupés au centre du syncytium (Fig. 4).
rein de bovin adulte.
2) Cellules de lignée continue :
- la souche MS ; elle provient d’un rein de
L’effet cytopathogène du virus PPR est faible
singe adulte, Elle a été établie par l’Institut
et moins caractéristique. Dans les cellules
Intern. de la Santé de Tokyo (OZAWA, 1967).
MDBKC (Fig. 5) et MS (Fig. 6), les inclusions
- la souche BHK 21 ; elle provient d’un rein
nucléaires sont plus nombreuses que dans les
de hamster âgé de 5 jours. Elle a été établie
cellules BHK 21. Celles-ci présentent des syncy-
en 1961 par STOKER et MacPHERSON.
Les
tiums de forme très allongée (Fig. 7).
cellules de lignée continue sont mises en culture
dans du EARLE auquel on ajoute des ac des
aminés et de l’extrait de levure, dit EARLE
II. - PROPRIÉTÉS CHIMIQUES
«croissance » (BOURDIN et BERNARD, 1967).
A) Inactivation par l’éther.
Pour la mise en culture de tous les types de
cellules, 10 p, 100 de sérum de veau sont ajoutés
Une suspension de virus PPR en HANKS LAYE,
au milieu ; ils sont remplacés par 2 p. 100 de
titrant 10.5,3 DICT 50 est distribuée dans deux
sérum de boeuf aux changements de milieu.
béchers à large ouverture. Dans l’un, on ajoute
20 p. 100 d’cither, dans l’autre 20 p. 100 d’eau
Les cellules sont réparties en tubes à lamelle,
distillée et après agitation les deux béchers sont
ce qui en permet l’examen après fixation et
laissés à + 4 OC, Au bout de 12 heures, le
coloration. Les cellules sont cultivées à latempé-
mélange éther-virus est soumis à l’action du vide
rature de 37 OC ; elles mettent 24, heures pour se
pendant 30 minutes. Enfin les deux solutions
fixer sur le verre, 48 heures pour recouvrir la
sont titrées sur cultures cellulaires. Les titres
lamelle d‘un tapis cellulaire. C’est à ce moment
finals sont : nul pour le virus traité par l’éther
qu’elles sont inoculées à raison de 0,2 ml par
.
sans changement pour le virus non traité.
tube de suspension virulente.
Virus et cellules sont laissés en contact 30 minu-
B) Action du pH.
tes à la température ambiante, puis un milieu
neuf est remis. Lorsque les lésions apparaissent,
Dans deux erlenmeyers, on distribue 9 ml de
vers le 6e ou 7e jour et que l’effet cytopathogène
milieu de Eagle à pH 3 dans l’un, et 9 ml de
est net, les lamelles sont extraites des tubes,
milieu de Eagle à pH 7,4 dans l’autre. Dans
298
.
.i.f
Fig. 1. - Polycaryocyte sur cellules rénales d’embryon
Fig. 2. - Polycaryocyte sur cellules rénales d’embryon
de veau.
de chèvre.
Fig. 3. - Polycaryocyte sur cellules rénales de singe.
Fig. 4. - Polycaryocyte sur cellules d’amnios humain.
299
Fig, 5. - Polycaryocyte sur cellules MDBKC.
Fig. 6. - Polycaryocyte sur cellules MS.
Fig. 7. - Polycaryocyte
sur cellules BHK 21.
,
3 0 0
chacun, on ajoute 1 ml de suspension virulente
B) Multiplication du virus PPR :
titrant 105>5 DICT 50. Ces deux mélanges* sont
laissés 3 heures à la température ambianle
1) Mafériel ef méthodes.
puis titrés. Le résultat du titrage montre que le
Pour ce travail, le virus PPR a été cultivé sur
virus est inactivé à pH 3.
cellules de rein d’embryon de mouton dans les
flacons de 60 ml de type « mexicain ». Ces
C) Action des pyrimidines halogénées.
cellules inoculées ont été fixées à des temps
variables après l’inoculation au tétroxyde d’os-
On prépare une solution mère d’lDU à 10-3M
mium à 1 p. 100 en tampon Milloning, Une
{cette solution contient 354 mg d’lDU p. 1.000).
ouverture rectangulaire a été pratiquée sur la
Des tubes à lamelles contenant une culture de
face des flacons opposée au tapis cellulaire. Les
rein d’embryon de mouton âgée de 48 heures,
capsules de gélatine emplies d’Epon 812 ont été
sont inoculés avec un 7e passage du virus PPR.
renversées sur les cellules. Après polymérisation,
Une partie des tubes reçoit I’IDU à la concentra-
les capsules sont décollées à l’aide de neige
tion de 10-5 M, c’est-à-dire 1 ml de la solution
carbonique et débitées en coupes ultra-fines qui
à 10-3 M (Il) ; une autre partie reçoit I’IDU à la
sont déposées sur des grilles carbonées et colo-
concentration de 1O-G M, c’est-à-dire 0,l ml de la
rées à l’acétate d’uranyle. Le microscope élec-
solution à 10~~ M (III). Le reste des tubes est
tronique est un appareil de type OPL (*).
inoculé normalement (1).
Les liquides virulents 1, II et III sont récoltés
2) Résultats.
et titrés sur cultures cellulaires :
Les examens de cellules de mouton inoculées
(1) : 104,”
et fixées à différents temps n’ont pas permis
(II) : 103.5
d’élucider le cycle de multiplication du virus,
en particulier son mode de pénétration dans la
(Ill) : 10~~2.
cellule. En ce qui concerne les Myxovirus et les
Ces résultats montrent aux erreurs d’expé-
Paramyxovirus myxophiles. DALES et CHOP-
rience près, que la synthèse du virus PPR n’est
PIN (1962) pour I’lnfluenza et COMPANS et coll.
pas bloquée par I’IDU et qu’il est un virus à ARN
(1966) pour le Para-lnfluenza ont observé que
par conséquent.
ces deux virus pénétraient dans la cellule par le
phénomène de pinocytose. A la suite de ce
processus,
les particules virales sont englobées
III. - ASPECT MORPHOLOGIQUE
en entier dans des vacuoles cytoplasmiques où
elles se désintègrent rapidement pour finalement
DE LA MULTIPLICATION DU VIRUS PPR
disparaître dans la masse cytoplasmique. Ce
AU MI C R O S C O P E ÉLECTRONIQUE
phénomène se produit dans la demi-heure qui
suit l’inoculation.
A) Structure du virus PPR :
Quant au virus PPR, on note simplement que
L’étude du virus PPR en coloration negative
les particules virales semblent s’accoler à la
au microscope électronique a fait l’objet d’une
membrane cellulaire entre la IOe et la 30e minute
publication (BOURDIN et LAURENT, 1967).
(photo no 1). A partir de cette époque, il n’est pas
Elle a permis d’observer que les particules
possible de retrouver de forme virale à l’intérieur
virales de PPR ont une structure semblable à
des cellules infectées. Cette phase correspond à
celle des Paramyxovirus : une membrane
la période d’éclipse qui s’étend de la 20 à la
hérissée de projections à l’intérieur de laquelle
6~ heure. Après cette phase, on constate que
s’enroule un filament hélicoïdal formé d’acide
I’ergastoplasme subit d’importantes transfor-
ribonucléique entouré de protéines, la nucléo-
mations caractérisées
par l’abondance des
capside. Ces particules grossièrement sphériques
ribosomes (photo no 2). Ce phénomène a été
ont une taille qui varie de 1.500 à 8.000 .\\ avec
une majorité nette de particules de grande taille
(*) Nous prions Monsieur le Professeur BOISSON et
(5.000 à 8.000 &A), Le diamètre du filament
ses collaborateurs de trouver ici l’expression de toute
notre gratitude pour les facilités de travail qu’ils nous ont
hélicoïdal est en moyenne de 180 A,
accordées.
301
Photo no 1. - 30 minutes après I’infeciion de cellules rénales d’embryon de mouton. Les flèches
montrent l’apparent accolement des particules virales à la membrane cellulaire. Grossis. : x 30.000.
Photo no 2. - à partir de la sixième heure après l’inoculation la cellule est le siège de synthèses
intenses, caractérisées par l’abondance des ribosomes (flèches). Le noyau (N) ei les mitochon-
dries (Mi) sont intacts. Grossis. : x 20.000.
302
.
.
observé par MANNWEILER (1965) pour le virus
IV. - ÉTUDE CYTOCHIMIQUE
de la rougeole, et par PROv0ST.e; coll. (1965)
DE LA MULTIPLICATION DU VIRUS PPR
pour le virus de la peste bovine. Ce fait semble-
SUR CULTURES CELLULAIRES
rait indiquer que la synthèse des constituants du
virus s’effectue à ce niveau. On remarque sur la
A) Matériel et méthodes.
photo no 2 que les mitochondries et le noyau ne
présentent pas d’altérations.
1) Microfluoroscopie
:
A partir de la ‘l2e heure, la membrane cellu-
On s’est servi de l’orangé d’acridine suivant
laire montre à sa surface des bourgeons dont le
les techniques de VON BERTALANFFY ET
nombre va croissant à la 24e et à la 48e heure
BICKS (1956) et d’ARMSTRONG (1956). L’orangé
(photo no 3). Ces formations peuvent exister à
d’acridine est dilué au 1~10.000 dans un tampon
la surface des cellules normales mais elles sont
acétate à pH 4. La coloration se fait immédiate-
alors en petit nombre et ne présentent pas la
ment avant l’observation au microscope à
même structure.
lumière bleue. Le microscope utilisé est un
Comme cela a été décrit pour les autres
Reichert muni d’une lampe OSRAM NB0 200
Paramyxovirus et, en particulier par RECZKO
et d’un filtre d’excitation E2-UT I/l ,5 mm.
et BOGEL (1962) p our le virus Para-lnfluenza
2) Coloration au vert de méfhyle-pyronine ef tesf
et PROVOST, QUEVAL et BORREDON (1965)
de Brachet :
pour le virus bovipestique, la sortie du virus
PPR à partir de cellules infectées se fait par un
La technique de coloration au vert de méthyle-
bourgeonnement de la membrane cellulaire.
pyronine et le traitement d’une série de lamelles
La photo ne 3 nous montre la formation de ces
par la ribonucléase au lj5.000 à 60 OC sont les
bourgeons qui s’étranglent et libèrent les parti-
techniques employées par BONISSOL (1966). La
cules virales présentes en grand nombre dans
coloration a été faite à -fi 4 OC comme le conseille
le milieu extérieur.
LISON (1960).
Ce phénomène de bourgeonnement dure
3) Réaction nucléale de Feulgen :
environ jusqu’au 7e jour, puis va en diminuant
avec /a formation des syncytiums ; à partir de ce
La technique classique décrite par LISON
stade, on constate la présence, dans le cyto-
(1960) a été utilisée. La fuchsine est du chlorhy-
plasme d’amas de structure filamenteuse, denses
drate de parasonaniline.
aux électrons (photo no 4). Ces amas représen-
B) Résultats.
tent les inclusions cytoplasmiques décrites par
TAJIMA et coll. (1967) pour des cellules rénales
Comme PALACIOS (1965), en microfluoro-
d’embryon de veau infectées avec le virus de la
scopie, il a été noté une brillance plus forte
peste bovine. D’après ces auteurs ces inclusions
dans les nucléoles des cellules inoculées. Cette
seraient des amas d’acide ribonucléique viral.
fluorescence plus vive indiquerait une synthèse
Dans les cellules contenant de telles inclusions,
d’ARN dans les nucléoles due à un transit de
on observe un arrêt du phénomène de bourgeon-
I’ARN viral dans ces organites. Cette brillance
nement comme si la membrane cellulaire avait
est visible à partir de la 2e heure et disparaît au
subi une altération la rendant inapte à produire
bout de 32 heures. Pendant les jours suivants,
du virus. Les acides ribonucléiques ainsi pro-
nous n’avons pu voir de différences entre cellules
duits et ne pouvant étre libérés, s’accumule-
normales et cellules infectées. Mais ù partir
t-aient dans le cytoplasme.
du 7” jour le cytoplasme prend à son tour une
L’examen des cellules infectées, prélevées
fluorescence orange. Dans les polycaryocytes,
au 13e jour montre l’abondance des inclusions
les inclusions nucléaires et cytoplasmiques ne
cytoplasmiques et en outre, une modification
sont pas fluorescentes.
de la partie centrale du noyau caractérisée par
La coloration des lamelles au vert deméthyle-
une zone moins dense aux électrons que la
pyronine suivie du test de Brachet montre comme
périphérie. Cette modification de la structure
pour la coloration à l’orangé d’acridine, une
du noyau représenterait les inclusions observées
teinte plus vive au niveau des nucléoles à partir
à l’examen optique (photo no 5).
de la 20 heure. Cette technique permet de mon-
303
Photo no 3. -12 heures après l’infection, le phénomène de bourgeonnement de la cellule commence.
Les bourgeons s’étranglent, se scindent et libèrent les particules complètes dans le milieu
extérieur (flèches). Grossis. : x 20.000.
Photo no 4. - Inclusion cytoplasmique, 8 jours après l’infection. On peut noter l’aspect
filamenteux et le contour bien délimité de cette inclusion. Grossis. : x 20.000.
304
Photo no 5. - Inclusion nucléaire, 13 jours après l’infection. Elle apparaît comme un cercle
moins dense aux électrons aue la périphérie. Son aspect est très différent de celui de la photo no 4.
Grossis. : x 7.000.
c
trer que les inclusions nucléaires et cytoplas-
L’examen du virus PPR en microscopie élec-
.
miques dans les plasmodes sont riches en ARN.
tronique après coloration négative (BOURDIN
La réaction nucléale de Feulgen a été appli-
et LAURENT, 1967) a montré que sa structure
quée sur des lamelles inoculées depuis 8 jours,
était semblable à celle du virus de la peste
lorsque l’effet cytopathogène est net, Elle donne
bovine mais qu’il était de plus grande taille.
une teinte violet-pourpre avec I’ADN. II n’a pas
L’examen des cellules infectées au microscope
été noté la présence d’ADN ailleurs que dans
électronique n’a pas permis d’élucider son mode
les noyaux. Ni les inclusions nucléaires, ni les
de pénétration, mais a montré que ces cellules
inclusions cytoplasmiques n’en possèdent.
étaient le siège d’une synthèse intense carac-
térisée par l’abondance des ribosomes et que
la sortie du virus se faisait sous la forme de
v. - DISCUSSION
bourgeonnements de la membrane cellulaire.
L’étude de l’effet cytopathogène du virus PPR
L’étude des propriétés chimiques amène à
sur cultures cellulaires a montré que celui-ci
conclure que le virus PPR est inactivé par l’éther,
se multipliait dans les cellules rénales d’embryon / :à pH 3 et qu’il n’est pas inhibé par les pyrimidines
de mouton, de veau, de chèvre, dans les cellules
halogénées.
a
rénales de singe, dans les cellules d’amnios
L’ensemble des résultats obtenus conduit à
humain, dans les lignées cellulaires MS, BHK 21
intégrer le virus PPR dans la classification
et MDBKC.
moderne des virus, mise au point par le CINV (*)
Cette multiplication se traduit par la formation
.
en 1966 suivant la systématique de LWOFF,
de syncytiums, d’inclusions cytoplasmiques et
nucléaires. Les syncytiums sont plus ou moins
importants et d’un aspect différent suivant le
(*) C. 1. N. V. : Comité International de Nomenclature
type de cellules.
des Virus.
305
.
REVUE D’ÉLEVAGE
2
HORNE et TOURNIER (1962) de la manière
cine C, qui a la propriété de bloquer I’ADN
suivante :
codant la synthèse de I’ARN, à des concentra-
Phylum : vira.
tions identiques avait une action différente sur
Subphylum : ribovira (virus à ARN)
deux virus à ARN, la synthèse du virus Influenza
Classe : Ribohelica (symétrie hélicoïdale)
étant bloquée, celle du virus de la maladie de
O r d r e : Sagovirales (pourvus d’une enve-
Newcastle ne l’étant pas. Ceci laisse supposer
‘OP Pe)
que le virus Influenza a un cycle nucléaire et le
Famille : paramyxoviridae
virus de la maladie de Newcastle, un cycle
Genre : Paramyxovi rus
cytoplasmique.
Espèce type : Para-lnfluenza.
- L’origine des inclusions nucléaires et cyto-
plasmiques. Ce dernier stade de la multiplica-
tion virale se produit en même tempq que la
VI. - CONCLUSION
formation des cellules multinuclées. D’après
l’étude cytochimique, ces inclusions semblent
Les recherches sérologiques, morphologiques
Formées uniquement d’ARN. Au microscope
et chimiques permettent de penser que le virus
Ilectronique, elles ne présentent pas la même
PPR est un virus bovipestique adapté aux petits
structure. Les inclusions cytoplasmiques ont une
ruminants. Cependant, dans la biologie de sa
structure dense, filamenteuse, une forme variable
multiplication, plusieurs points restent obscurs :
mais bien délimitée. TAJIMA et coll. (1966)
- le mode de pénétration dans la cellule,
doient en elles une accumulation d’ARN viral.
Malgré l’observation d’un apparent accolement
I est plausible de supposer que cet ARN ne
du virus à la membrane cellulaire, de débris,
leut se libérer, la membrane cellulaire étant
peut-être viraux, dans les vacuoles cytoplas-
détruite et ne permettant plus la formation de
miques, il n’est pas possible de répondre à cette
/irions complets. Les inclusions nucléaires sont
question : le virus PPR pénètre-t-il dans la
)eu denses aux électrons ; elles résulteraient
cellule vivante par pinocytose ou introduit-il
je la dégradation de la chromatine.
seulement son ARN en laissant son enveloppe
Les techniques d’immunofluorescence et de
vide à l’extérieur ?
narquage des antigènes viraux permettraient
Pour la suite du cycle de multiplication, l’étude
ie suivre avec plus de précision le cheminement
cytochimique permet de supposer que I’ARN
ie l’acide nucléique viral et de trouver une
viral effectue un transit par le nucléole coml-ne
,olution à ces points demeurés obscurs.
semble le prouver la synthèse de I’ARN au
Institut d’E/evoge et de Médecine
niveau de cet organite.
vétérinaire des Pays tropicaux
Cette hypothèse devrait être confirmée par
Laboratoire nafionol de /'Elevage et
l’emploi de la mytomycine C. NAYAK et RAS-
de Recherches véférinaires
MUSSEN (1966) ont montré que la myTomy-
de Dakar-Hans.
SUMMARY
Biological aspects of the multiplication of Pest of small ruminants virus
or P. S. K. on cell cultures
The cytopathogenic effect of P. t% R. virus is shown by syncytiums, nucleal
and cytoplasmic inclusions in ceils of var1ous origins. This virus is inactivated by
ether and at pH 3. Its synthesis is no1 stopped by the 5-iodo-deoxyuridine,
Its confi-
guration, as shown by electroric microscope, is similar to that of Rinderpest
virus, though its diameter is more important. Its penetration has not been evi-
denced in spite of examination wiih electronic microscope of the morphology
of its multiplication, but the exit is made by the budding of cell-membrane. The
cytochemical study suggested that its transit occurs through the nucleolus and
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i
that the nucleal and cytoplasmic inclusions are made from RNA. These results
showed that P. S. R. virus is a myxovirus and suggested some interessing infor-
mation about its multiplication cycle.
RESUMEN
Aspectos biohgicos de la multiplicacih del virus de la peste de 10s pequeéos
ruminantes (PPR) sobre 10s cultivas celulares
Los sincicios, las inclusiones nucleares y citoplasmicas encontrados sobre
células de varias origenes resuitan de la acci6n citopatogena del virus PPR.
Est6 Inactivado el dicho por el éter y en pH 3. No se detiene su sintesis por la
5-iodo-deoxiuridina. Su estrktura estudiada con el microscopio electronico es
semejante con la del virus de la peste bovina, aunque su diametro sea mas
importante. No permiti6 conocer su modo de penetracion la morfologia de su
multiplicaci6n examinada en el microscopio electronico, sino la salida se hace
por un brote de la membrana celular.
El estudio citoquimico del virus permite suponer que éste sigue un transito
por en medio el nucleolo, y que se forman las inclusiones nucleares y citoplas-
micas con el ARN.
Seg6n 10s resultados obtenidos, el virus PPR seria un paramixovirus, y se
emiten hipotesis en cuanto a su ciclo de multiplicacicjn.
BIBLIOGRAPHIE
1. ARMSTRONG (J .). - Histochemical diffe-
and virulent virus cell interactions of the
renciation of nucleic acids by means o f
Para-lnfluenza virus SV5. Virology, 1966, 30,
induced fluorescence. 1. of exp. cells res.,
41 I-426.
1956, II, 1, 640.
7. DALES (S.) et CHOPPIN (P. W.). - Atta-
2. BONISSOL (C.). - Etude de cellules infec-
chment and penetration of Influenza virus.
tées par les Myxovirus Para-lnfluenza de
Virology, 1962, 18, 489-493.
type 2 et 3 et le virus respiratoire syncytial.
8. GARGADENNEC (L.) et LALANNE (A.). -
II. Etude cytochimique. Ann. Insf. P&eur,
La peste des petits ruminants. Bull. Serv. zoo-
1966, Ill, 2, 265-281.
fech. Epiz. A. 0. F., 1942, 5, 1,16-21,
3. BOURDIN (P.) et BERNARD (G.). - Appli-
9. GILBERT (Y.) et MONNIER (J.). -Adap-
cation de la méthode de séro-neutralisation
tation du virus de la PPR aux cultures cellu-
cinétique à la recherche des anticorps neu-
laires. Rev. Méd. véf. Pays trop., 1962, 15, 4,
tralisants le virus de la peste bovine chez
321-335.
les bovins, les caprins et les ovins. Rev. Elev.
10. GILBERT (Y.) et MONNIER (J.). - Rapport
Méd. Pays frop., 1967, XX, 4, 531-536.
annuel de la région de recherches vétérinai-
4. BOURDIN (P.) et LAURENT (A.). -- Note
res et zootechniques de l’Ouest africain,
sur la structure du virus de la peste des
1963.
petits ruminants. Rev. Elev. Méd. véf. Pays
11. J O H N S O N ( R . H . ) . - A n o u t b r e a k o f
t
frop., 1967, XX, 3, 383-386.
rinderpest involving cattle and sheep. Vef.
5. COMITÉ INTERNATIONAL DE NOMEN-
Rec., 1958, 70, 457-461,
CLATURE DES VIRUS. -9e Congrès de
12. LISON (L.). - Histochimie et cytologie ani-
Microbiologie à Moscou, 1966.
males. Edit. Gauthier-Villars, 1960.
6 . C O M P A N S ( R . W . ) , H O L M E S ( K . V . ) ,
13. LWOFF (A.), HORNE (R. N.) et TOUR-
SAMUEL (D.) and CHOPPIN (P. W.). -
NIER (P.). - Un système des virus. C. R.
An electron microscopic study of moderate
acad. Sci., Paris, 1962, 254, 4225-4227.
14. MADIN (S. H.) et DARBY (N. B.). - Esta-
20. PLOWRIGHT (W.) et FERRIS (R. D.). -
blished kidney cell lines of normal adult
Cytopathogenicity of rinderpest virus in
bovine and ovine origin. Pr-oc. for- the Soc.
tissue culture. Nature, 1957, 179, 316.
exp. Biol. ond Med., 1958, 98, 574-576.
21, PROVOST (A.), QUEVAL (R.) et BORRE-
15. MANNWEILER (K. L.). - Ultrastructural
DON (C.). - Quelques recherches fonda-
examinations of tissue culture after infec-
mentales sur le virus bovipestique. Rev. Elev.
tion with measles virus. Arch. f. Virusfors-
méd. vét. Pays trop., 1965,18,4, 371-383.
chung, 1965, 16, 81-96.
22. RECSKO (E.) et BOGEL (K.). - Electre-
16. MORNET (P.), ORUE (J.), GILBERT (Y.),
nenmikroskopische untersuchungen uber das
THIERRY (G.) et SAW MAMADOU. -- ILa
verhalten eines von kalb isolierten para-
peste des petits ruminants en Afrique occi-
influenza virus in kalbernnierenzel kulturen.
dentale française. Ses rapports avec la peste
Arch. f. Virusforschung, 1962, 12, 404-420.
bovine. Rev. Elev. méd. vét. Pays trop., 1956,
23. REED (L. 1.) et MUENCH (H.). - Amer.
9, 313-342.
J. Hyg., 1938, 27, 493.
17. NAYAK (D. P.) et RASMUSSEN (F.). -
24. STOKER (M.) a n d MacPHERSON (1.). -
Influence of mytomycin C on the replica-
Syrian hamster fibroblast cell line BHK 21
tion of Inflenza viruses. Virology, 1966, 30,
and itsderivatives. Nature, 1964, 203,1355-53.
673-683.
25. TAJIMA (M.), USHIJIMA (T.), KISHI (S.)
1%. OZAWA (Y.). - Studies on the replication
and NAKAMURA (J.). - Electron micros-
of african horse sickness virus in two diffe-
copy of cytoplasmic inclusion bodies in
rent cell line cultures. Arch.f. Virusforschung,
cells infected with rinderpest virus. Virology,
1967, XXI, 2, 155-177.
1967, 31, 92-100.
19. PALACIOS (0.). - Cytochemical and fluo-
26. VON BERTALANFFY (L.) et BICKS (1.). -
rescent antibody studies on the growth of
Identification of cytoplasmic basophilis ribo-
measles virus in tissue culture. Arch. [ Vi-
nucleic acid by fluorescence microscopy.
rusforschung, 1965, 16, 83-89.
J. Histochem., 1956, 4, 481-493.