Note préliminaire sur l’emploi d’un vaccin ...
Note préliminaire sur l’emploi d’un vaccin
inactivé contre la peste équine
P. BOURDIY et J. MONNIER-CAMBON
(avec la collaboration technique de A. VAUTIER
et de DIALLO MAMADOU SALIOIJ)
(Note présentée par M. GORET)
L’existence de la peste équine en Afrique du Nord et le recent
foyer qui a atteint le Sud de l’Espagne font craindre, dans un avenir
proche, l’extension de cette maladie a d’a.utres pays européens.
Dans les pays où cette maladie sévit à l’état. enzootique, le cheptel
est régulièrement vacciné à l’aide d’un vaccin vivant, rnono ou
polyvalent, preparé à partir de souches atténuées par passages sur
cerveaux de souris, selon la technique de .ALEXANDER, NEITZ et
Du TOIT (1935).
En effet, dès 1963, les souches neuretropes atténuées furent
adaptées au passage sur lignées cellulaires (notamment sur la
souche MS, de rein de singe). H. MIRCKAJISY et T.~SLIBII (11964)
mirent au point ce vaccin, dont la préparation fu-t décrite en détail
par OZAWA, HAZR.~TI et EROL (1965).
L’emploi d’un vaccin vivant dans un pays indemne de peste
écIuine ne pouvant être envisagé, il fut décidé d’étudier le pouvoir
immunigène d’un vaccin monovalent inactivé, destiné à protéger
les animaux contre la souche type 9.
1. - RfATÉRIEL E T MtiTHODES
a) Virus.
Le virus utilisé provient, de la souche S, fournie par l’Inst(itut
RAZI de Téhéran, atténué par 102 passages sur cerveaux de sou-
ris et adapté par 3 passages sur cellules MS. Il tit,re entre 7,1 et
7,5 DI&T par ml. Après sa riicolte, il est dilué à 1/30 dans un
tampon lactjose-peptone-tris et réparti sous le volume de 1 ml en
flacons type penicilline de 5 ml ; ceux-ci sont lyophilisés, bouchés
snus vide et, r~onservf5s à - 200 C
188
RIILLETIN IIE L’ACAI)ÉMIE
_.-.-------. _...~~
b) Souche cellulaire.
Le virus est cultivé sur cellules MS (souche cellulaire de rein de
singe) entretenues selon la technique décrite par OZAWA, HAZRATI
et EROT, (1965).
c) Milieu.
Le milieu utilisé est un milieu de EARI,E dérivé du milieu décrit
par JOHNSON (1962) contenanl 2,5 g p. 100 de glucose, 5 g p. 1.000
d’hydrolysat de lactalbomine, 0,l g p. 1.000 d’extrait de levure et
10 p. 100 de sérum de veau. La quantité de bicarbonate de sodium
a et6 portée à 1,5 g p. 1.000 et le milieu enrichi par les acides aminés
et les vitamines suivantes :
glutamine . . . . . . . . . . . . . . . . . .
0,l
gramme :,
ac. glutamique . . . . . . . . . . . . . .
0,l
-
méthionine . . . . . . . . . . . . . . . . .
0,15 --
I par litre
chlorhydrate d’arginine . . . . . .
0,04 --
biotine . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
0,001
-
\\
ac. folique . . . . . . . . , , . . . . . . . .
0,001 --
d) Inoculation.
Les cellules détachées d’un flacon donneur sont mises en SUS-
pension dans le milieu a la concentration des 200.000 cellules par
ml. La suspension est, répartie en boîtes de Roux a raison de
100 ml par boîte. Le virus lyophilisé est reconstituk au moment
de l’emploi, puis introduit immédiatement, sous le volume de 2 ml
par boîte, dans les boîtes contenant la suspension cellulaire.
e) Récolte.
Le tapis cellulaire est, complet en 30 heures, l‘effet cytopathique
débute au bout de 48 heures et atteint 90 p. 100 du tapis au bout
de 72 heures. A ce moment, la suspension virulente est récoltée,
centrifugée a + 40 C et conservée à cette mCme température en
at,tendant son utilisation. Le titre du virus est régulierement, compris
ent>re 7,l et 7,5 DI&T.
f) Inactioation du vaccin.
Le liquide virulent est inactivi! par le formol ajouté à raison de
1 p. 4.000 ; le mélange, porté à l’étuve à 370 C, est agité pendant
48 heures. Le vaccin est, ensuite refroidi à 00 C et reçoit de la Beta-
propiolactone à la concentration de 0,2 p. 1.000 ; il est maintenu
A 1s tomnr;rnt.nm do In g1nr.n fnndanb nendant> 24 hellres et répu-
COMMll~NICATIONS
189
lièrement agite, le pH étant ajusté à 7 par l’introduction d’un t,am-
pon bicarbonat,e. La conservation ultérieure se fait à + 40 C.
g) Préparation du vaccin.
Le vaccin a été utilisé sous trois formes :
- vaccin inactivé pur,
- vaccin inactivé mélangé à parties égales avec du gel d’alumine
à 1 p. 100 de matière sèche,
- vaccin inactivé mélangk à parlies Cgales avec un ad,juvant
huileux à base d’huile de parafflne et d’Arlace1.
h) Test de contrde srirologique.
Le sérum des animaux vaccin& est titré par la méthode de l’index
de neutralisation. On mélange en quantités égales le sérum inac-tivé
à 560 C pendant 30 minutes avec des dilutions décimales croissantes
de virus. La même opération est faite sur un sérum de la même
espèce mais dépourvu d’anticorps. Après incubation à 370 C pen-
dant 1 heure, les différents mélanges virus-sérum, sous le volume
de O!l ml, sont’ inoculés à des tubes contenant 2 ml de suspension
cellulaire. Les tubes sont laissés 48 heures en position stationnaire
à 370 C puis après changement du milieu, sont mis dans un portoir-
tambour roulant,. La lec.ture s’effectue du 4e a.u SP jour. La différence
de titre entre le sérum à analyser et le sérum témoin est. exprimée
en logarithmes et constitue l’index de neutralisation.
i) Inoculation des animaru.
Le vaccin a bté inoculé par la voie sous-cutanée à la dose de 5 ml
à des ânes dont les sérums ne contenaient pas d’anticorps neutra-
lisant le virus type 9. Dernièrement, ce vaccin a étC! injecté à des
chevaux requs de France et, test,& sérologiquement avant la vacci-
nation.
II. - RÉSULTATS
a) Chez les &nes.
On observe une augmentation de l’index de neutralisation (voir
figure 1) qui se manifeste à. partir du 10e jour, atteint au 20e jour
un plateau où elle se maintient, jusqu’au 30e pour déc,roîIre et
s’annuler au 40e. Une injection de rappel de 5 ml de vaccin est faite
le 50~: jour e-t provoque une klévation rapide de l’index de neutrali-
190
BIILLETIN T)E L’hCAl)ÉMIE
tient en plateau jusqu’au 106e jour, ce délai constituant jusqu’à
présent le plus long temps d’observat,ion. L’injection vaccinale
initiale de chacun des deu.x vaccins avec adjuvant provoque une
meilleure réponse sérologique que celle du simple virus formol&
Par contre, après l’injection de rappel, c’est lc vaccin en adjuvant
huileux qui semble le moins intkessanl quant au t.itre d’anticorps
obtenu.
Ces animaux seront soumis bient,ôt à l’Épreuve par un virus viru-
lenl pour dkterminer leur sensibilité? à l’agent pathogène.
b) Chez les chevaux.
On observe également une augmentation de l’index de neutra-
lisation qui atteint son maximum au bout de 8 jours et SC maintient
en plateau au 21e jour, dernier résult.at connu jusqu’ici.
III. - C:oKcLusrow
.
L’injection d’un vaccin monovalent, inactivé, préparé à partir
de la souche type 9, att,énuée par passage sur cerveaux de souris
et adaptée à la souche cellulaire MS, fail apparaitre chez les ânes
des anticorps neutralisant ce type de virus. Ces anticorps dispa-
raissent le 40e jom et, après une injection de rappel, montrent une
remontée rapide qui se maintient en plateau jusqu’au 106e jour.
L’étude de c,e même vaccin inact.ivé est en cours sur des chevaux
l
COM~MUNIC.4TIONS
191
Dans un proche avenir, une partie de ces animaux sera éprouvée
avec la souche virulente pour connaître leur résistance au virus
pathogène, une autre partie étant conservée pour le contrôle de la
durée de l’immunité conférke par un tel vaccin.
In‘stitut #Elevage et de MEdecine Vétérinaire des Pays Tropica.ux.
Laboratoire de Dakar-Nann.
BIBLIOGRAPHIE
1. ALEXAXDER (R. A.),NEITz (N. 0.) et DUTOIT IP. J.). - Boxe sickness
immunization of horses and mules in the field during the season
1934-1935 with a description of the technique of preparation of
polyvalent mouse neurotropic vaccine. Onderstepoort b., 1936, 7,
17-30.
2. dorrmso~ (R. H.). - Rinderpesln tissue culture 1-Methods for virus pro-
duction. Brit. Vet. J., 1962, 118, 107-116.
3. MIR~~A\\T~~ (Ii.) et 'I'ASLIQI (II.). - Immunization against African Herse
Sicknrss with tissuc culture hdaptcd neurotropic viruses. Brit.
Vet. J., 1964, 120 : 481-6.
4. MIBCI~AMSY (H.) et TASLIXI (H.). - Attempts to vaccinate Feals with
living tissue culture adapted Horse Sickness Virus, Bull. 08. 1n.t.
Epi~., 1964, 62 : 9,ll-21.
5, 0z~w.4 (Y.), HAZRATI (A.) et I~:I(~I, (Y.). - hfrican horse sickness live
virus lissue culture. ,Zrn. J. Vet. Res., 26, 110, 154-168.
inactivé contre la peste équine
P. BOURDIY et J. MONNIER-CAMBON
(avec la collaboration technique de A. VAUTIER
et de DIALLO MAMADOU SALIOIJ)
(Note présentée par M. GORET)
L’existence de la peste équine en Afrique du Nord et le recent
foyer qui a atteint le Sud de l’Espagne font craindre, dans un avenir
proche, l’extension de cette maladie a d’a.utres pays européens.
Dans les pays où cette maladie sévit à l’état. enzootique, le cheptel
est régulièrement vacciné à l’aide d’un vaccin vivant, rnono ou
polyvalent, preparé à partir de souches atténuées par passages sur
cerveaux de souris, selon la technique de .ALEXANDER, NEITZ et
Du TOIT (1935).
En effet, dès 1963, les souches neuretropes atténuées furent
adaptées au passage sur lignées cellulaires (notamment sur la
souche MS, de rein de singe). H. MIRCKAJISY et T.~SLIBII (11964)
mirent au point ce vaccin, dont la préparation fu-t décrite en détail
par OZAWA, HAZR.~TI et EROL (1965).
L’emploi d’un vaccin vivant dans un pays indemne de peste
écIuine ne pouvant être envisagé, il fut décidé d’étudier le pouvoir
immunigène d’un vaccin monovalent inactivé, destiné à protéger
les animaux contre la souche type 9.
1. - RfATÉRIEL E T MtiTHODES
a) Virus.
Le virus utilisé provient, de la souche S, fournie par l’Inst(itut
RAZI de Téhéran, atténué par 102 passages sur cerveaux de sou-
ris et adapté par 3 passages sur cellules MS. Il tit,re entre 7,1 et
7,5 DI&T par ml. Après sa riicolte, il est dilué à 1/30 dans un
tampon lactjose-peptone-tris et réparti sous le volume de 1 ml en
flacons type penicilline de 5 ml ; ceux-ci sont lyophilisés, bouchés
snus vide et, r~onservf5s à - 200 C
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b) Souche cellulaire.
Le virus est cultivé sur cellules MS (souche cellulaire de rein de
singe) entretenues selon la technique décrite par OZAWA, HAZRATI
et EROT, (1965).
c) Milieu.
Le milieu utilisé est un milieu de EARI,E dérivé du milieu décrit
par JOHNSON (1962) contenanl 2,5 g p. 100 de glucose, 5 g p. 1.000
d’hydrolysat de lactalbomine, 0,l g p. 1.000 d’extrait de levure et
10 p. 100 de sérum de veau. La quantité de bicarbonate de sodium
a et6 portée à 1,5 g p. 1.000 et le milieu enrichi par les acides aminés
et les vitamines suivantes :
glutamine . . . . . . . . . . . . . . . . . .
0,l
gramme :,
ac. glutamique . . . . . . . . . . . . . .
0,l
-
méthionine . . . . . . . . . . . . . . . . .
0,15 --
I par litre
chlorhydrate d’arginine . . . . . .
0,04 --
biotine . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
0,001
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\\
ac. folique . . . . . . . . , , . . . . . . . .
0,001 --
d) Inoculation.
Les cellules détachées d’un flacon donneur sont mises en SUS-
pension dans le milieu a la concentration des 200.000 cellules par
ml. La suspension est, répartie en boîtes de Roux a raison de
100 ml par boîte. Le virus lyophilisé est reconstituk au moment
de l’emploi, puis introduit immédiatement, sous le volume de 2 ml
par boîte, dans les boîtes contenant la suspension cellulaire.
e) Récolte.
Le tapis cellulaire est, complet en 30 heures, l‘effet cytopathique
débute au bout de 48 heures et atteint 90 p. 100 du tapis au bout
de 72 heures. A ce moment, la suspension virulente est récoltée,
centrifugée a + 40 C et conservée à cette mCme température en
at,tendant son utilisation. Le titre du virus est régulierement, compris
ent>re 7,l et 7,5 DI&T.
f) Inactioation du vaccin.
Le liquide virulent est inactivi! par le formol ajouté à raison de
1 p. 4.000 ; le mélange, porté à l’étuve à 370 C, est agité pendant
48 heures. Le vaccin est, ensuite refroidi à 00 C et reçoit de la Beta-
propiolactone à la concentration de 0,2 p. 1.000 ; il est maintenu
A 1s tomnr;rnt.nm do In g1nr.n fnndanb nendant> 24 hellres et répu-
COMMll~NICATIONS
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lièrement agite, le pH étant ajusté à 7 par l’introduction d’un t,am-
pon bicarbonat,e. La conservation ultérieure se fait à + 40 C.
g) Préparation du vaccin.
Le vaccin a été utilisé sous trois formes :
- vaccin inactivé pur,
- vaccin inactivé mélangé à parties égales avec du gel d’alumine
à 1 p. 100 de matière sèche,
- vaccin inactivé mélangk à parlies Cgales avec un ad,juvant
huileux à base d’huile de parafflne et d’Arlace1.
h) Test de contrde srirologique.
Le sérum des animaux vaccin& est titré par la méthode de l’index
de neutralisation. On mélange en quantités égales le sérum inac-tivé
à 560 C pendant 30 minutes avec des dilutions décimales croissantes
de virus. La même opération est faite sur un sérum de la même
espèce mais dépourvu d’anticorps. Après incubation à 370 C pen-
dant 1 heure, les différents mélanges virus-sérum, sous le volume
de O!l ml, sont’ inoculés à des tubes contenant 2 ml de suspension
cellulaire. Les tubes sont laissés 48 heures en position stationnaire
à 370 C puis après changement du milieu, sont mis dans un portoir-
tambour roulant,. La lec.ture s’effectue du 4e a.u SP jour. La différence
de titre entre le sérum à analyser et le sérum témoin est. exprimée
en logarithmes et constitue l’index de neutralisation.
i) Inoculation des animaru.
Le vaccin a bté inoculé par la voie sous-cutanée à la dose de 5 ml
à des ânes dont les sérums ne contenaient pas d’anticorps neutra-
lisant le virus type 9. Dernièrement, ce vaccin a étC! injecté à des
chevaux requs de France et, test,& sérologiquement avant la vacci-
nation.
II. - RÉSULTATS
a) Chez les &nes.
On observe une augmentation de l’index de neutralisation (voir
figure 1) qui se manifeste à. partir du 10e jour, atteint au 20e jour
un plateau où elle se maintient, jusqu’au 30e pour déc,roîIre et
s’annuler au 40e. Une injection de rappel de 5 ml de vaccin est faite
le 50~: jour e-t provoque une klévation rapide de l’index de neutrali-
190
BIILLETIN T)E L’hCAl)ÉMIE
tient en plateau jusqu’au 106e jour, ce délai constituant jusqu’à
présent le plus long temps d’observat,ion. L’injection vaccinale
initiale de chacun des deu.x vaccins avec adjuvant provoque une
meilleure réponse sérologique que celle du simple virus formol&
Par contre, après l’injection de rappel, c’est lc vaccin en adjuvant
huileux qui semble le moins intkessanl quant au t.itre d’anticorps
obtenu.
Ces animaux seront soumis bient,ôt à l’Épreuve par un virus viru-
lenl pour dkterminer leur sensibilité? à l’agent pathogène.
b) Chez les chevaux.
On observe également une augmentation de l’index de neutra-
lisation qui atteint son maximum au bout de 8 jours et SC maintient
en plateau au 21e jour, dernier résult.at connu jusqu’ici.
III. - C:oKcLusrow
.
L’injection d’un vaccin monovalent, inactivé, préparé à partir
de la souche type 9, att,énuée par passage sur cerveaux de souris
et adaptée à la souche cellulaire MS, fail apparaitre chez les ânes
des anticorps neutralisant ce type de virus. Ces anticorps dispa-
raissent le 40e jom et, après une injection de rappel, montrent une
remontée rapide qui se maintient en plateau jusqu’au 106e jour.
L’étude de c,e même vaccin inact.ivé est en cours sur des chevaux
l
COM~MUNIC.4TIONS
191
Dans un proche avenir, une partie de ces animaux sera éprouvée
avec la souche virulente pour connaître leur résistance au virus
pathogène, une autre partie étant conservée pour le contrôle de la
durée de l’immunité conférke par un tel vaccin.
In‘stitut #Elevage et de MEdecine Vétérinaire des Pays Tropica.ux.
Laboratoire de Dakar-Nann.
BIBLIOGRAPHIE
1. ALEXAXDER (R. A.),NEITz (N. 0.) et DUTOIT IP. J.). - Boxe sickness
immunization of horses and mules in the field during the season
1934-1935 with a description of the technique of preparation of
polyvalent mouse neurotropic vaccine. Onderstepoort b., 1936, 7,
17-30.
2. dorrmso~ (R. H.). - Rinderpesln tissue culture 1-Methods for virus pro-
duction. Brit. Vet. J., 1962, 118, 107-116.
3. MIR~~A\\T~~ (Ii.) et 'I'ASLIQI (II.). - Immunization against African Herse
Sicknrss with tissuc culture hdaptcd neurotropic viruses. Brit.
Vet. J., 1964, 120 : 481-6.
4. MIBCI~AMSY (H.) et TASLIXI (H.). - Attempts to vaccinate Feals with
living tissue culture adapted Horse Sickness Virus, Bull. 08. 1n.t.
Epi~., 1964, 62 : 9,ll-21.
5, 0z~w.4 (Y.), HAZRATI (A.) et I~:I(~I, (Y.). - hfrican horse sickness live
virus lissue culture. ,Zrn. J. Vet. Res., 26, 110, 154-168.