INSTITUT D'ELEVAGE et de MEDECINE VETERINAIRE des...
INSTITUT D'ELEVAGE et de MEDECINE VETERINAIRE
des PAYS TROPICAUX
Laboratoire national de 1’Elevage et de
Recherches vEtCrinaires de Dakar-Hann
-
COMPTE-RENDU
d’un stage effectué au Laboratoire de Pathologie aviaire du
Centre National de Recherches Zootechniques de Jouy-en-Josas
(Seine & Oise), du Ier octobre au 30 novembre 1964.
(Mi:thodes générales et techniques de recherches concernant la
biologie, la systématique et la thérapeutique des coccidioses)
par G. VASSILIADES.
-
-
Au cours d’un stage d’une duree de deux mois, cffectud au Labora-
toire de Pathologie aviairc du C,N.R.Z., à Jouy-en-Josas, un certain nombre
de problèmes techniques et theoriques concernant la biologie, la sysiSmatique,
la thkapcutique et la prophylaxie des coccidioses ont íté abordés.
Des enquêtes récentes ayant démontré l'importance de la coccidiose
des ruminants au Sénégal, l’étude de cette parasitose a dté inscrite dans le
programme de recherches du Laboratoire national de recherches vCtCrinaircs
de Dakar.
Pour aborder et entreprendre efficacement les travaux concernant
l’étude au laboratoire et sur le terrain de cette protozoose au Sénégal, il
a paru intéressant de se familiariser avec les techniques genéralcs et
récentes utilisées dans un laboratoire specialish.
Dans le présent rapport, les notes sont groupées en un certain
nombre de chapitres représentant chacun un aspect de la recherche en matière
de coccidiose.
1 - Documentation,
II - Techniques de laboratoire,
III - Histologie,
IV - C y c l e Gvolutif,
V
- La coccidiose maladie,
VI - Expériences,
VII - MatBriel.
1
- DOCUMENTATION.
La consultation du fichier de documentation du Laboratoire de
Pathologie aviaire a permis de compléter en partie le fichier de basa mis en
route au Laboratoire de Dakar en juillet 1964, d’analyser et de rhsumcr un
certain nombre dedocuments, notes et tirEs à part.
Suivant la classification adopt@c à Jouy-en-Josas, les rEférences
bibliographiques peuvent être grouphes en deux series distinctes :
I1 C o c c i d i c s o
e t
” C o c c i d i o s t a t s “.
La séric'Xoccidizs"pcut être décomposée de la façon suivante :
- protozoologie ginErale,
- coccidies et coccidioscs,
- techniques de laborntoire,
- h i s t o l o g i e ,
- associations pathogènes,
- coccidiose bovine,
- coccidiose ovine et caprine,
- coccidiose aviaire,
- autres coccidioses.
Dans la S&cie des’loccidiostats fi les Gférenccs peuvent être
classdcs s o i t e n f o n c t i o n d u c o c c i d i o s t a t , s o i t e n f o n c t i o n d e l’h&ta d o n t
le traitement est envisage.
II
- TECHNIQUES DE LAEDRATOIRE.
1). Etablissement et conservation des souches
------mm----------us--=
a) Infestation expérimentale.
Méthode : Dans une culture d'oocystes, prClever une bonne
quantiti: d’oocystes, l’homogénéiser dans une quontitc connue d’eau physiolo-
gique.
A l’aide d’une cellule de THOMA, déterminer le nombre d’oocystes par
mm3.
Modifier les variantes (quantité d’oocystes/volumc d’eau physiologique)
afin d'obtenir par exemple 25.000 oocystes par mm3, ce qui constitue une
dose moyenne d’infestation.
./. . .
-4-
Chez le poussin, l ’ i n o c u l a t i o n s e f a i t à l a p i p e t t e graduk,
directcmcnt dans le fond de l’oesophage (Eimeria tcne1.l~). Le temps d’UvoCl.u-
tion de Ira maladie est de 7 jours, le jour de l’inoculation @tant comptl
j o u r zfiro.
C'est donc eu 7ème jour que l’on prGlèvc les caecums pour rku-
pErer les oocystes.
b)
Concentration,-1Lvzgc &tco-n~e~v~t~o~- &es ~oc-y~t~s.
----a-
Méthode : (cx.Eimeria tenolla c h e z lo p o u s s i n ) .
- racler la surface interne des caecums parasitk pour rkupércr la tota-
lit5 du contenu (ne pas racler la muqueuse trop profond@ment, les d@bris
muqueux sont giinants pour la suite des opérations),
- diluer les excréments dans un peu d’eau physiologique à 6 o/oo do manière
à former une pâte consistante (par exemple : 20 gr. f 7 à 8 cc d’eau).
Passer ou broyeur pendant quelques secondes, puis mélanger le broyat avec le
double de son poids de glycdrine pure (d = 1,26),
- répartir la suspension homogène obtenue dans un certain nombre tic tubes
à centrifuger (àc préfzrence en plastique car les oocystcs ont tendance à SC
coller sur le verre),
- centrifuger à 4500-5000 tours/minute pendant 10 mn, après quoi la sur-
face des tubes est recouverte d’une pellicule de 2 à 3 mm d'epaisseur contc-
nant pratiquement tous les oocystes du prslèvement,
- prélcvcr la pellicule sans la melanger au liquide, puis la diluer dans
un peu d’eau physiologique
à l’aide d ‘une spatule ou d r un "clou" (agitateur
à extrbmitrî! a p l a t i e ) ,
- filtrer cette dilution sur gaze pour eliminer les dernières particules
qui seraient montées B la surface du tube,
- centrifuger une 2ème fois, en milieu physiologique. La totalit8 des
oocystes se depose ab fond du tube.
- décanter. Ajouter quel.ques gouttes d’eau physiologique; bien mElangEr
la pellicule avec unc pipette pour obtenir une suspension bien homogène,
- sur un milieu "agar" en solution à 15 o/oo dispose dans le fond d’unc
boite de Pétri, Etaler la suspension d’oocystcs,
- afin d’obtenir la sporulation des oocystes, mettre les boites dc Petri
sons couvercle, à l’ktuve à 30% (l’étuve doit avoir une aération suffisanto
et une humidité relative importante),
- oprès la sporulation, conserver les boites de PGtri fermees (gblosc +
oocystes sporulés) au frigidaire, à 4OC.
./...
2 ) ~x~station e x p é r i m e n t a l e *
- - - -
- - - - -
Si l'observation des oocystes est relativement ai.sGe, colle des
4
I
sporocystos et des sporozoïtes est b e a u c o u p p l u s dt+licatr e t nkessite un
cortoin nombre de manipulations prealables.
Il faut, en effet, provoquer
artificicllernent l a 1ibEration d e s s p o r o c y s t e s , puis co!.ie d e s sporozo?tes
pour pouvoir Etudier leur morphologie.
Methodes :
a) Lib&ration des sporocystos.
Une suspension oocystes-eau distillik est passEe pondant
15 minutes au broyeur de POTER, puis centrifugk à 3000 tours/minute pcndnnt
10 mn. Si on examine au microscope une goutte de la solution obtenue, on
observe un très grand nombre de sporocystcs en liberté.
b) Lib&ation des sporozoïtes.
Prelever à la pipette une goutte de 10 solution (de prE-
férence dans le fond d’un tube centrifuge), la monter sur lame, la mdlangsr
avec une goutte d’une solution enzymatique, puis lutcr la préparation.
S o l u t i o n enz.vmatiquc
: solution de pancréatine à 0,3 %
plus solution de sels biliaires à 0,75%.
Examiner la préparation au microscope sur platine chauffante règlee 5 41°C.
On peut observer ainsi la libkation d’un bon nombre de sporo-
zoïtss.
Deux autres techniques peuvent être utilisees :
1 ère technique : prdlever quelques oocystes dans une boitr de
culture, monter entre lame et lamelle dans une goutte d’eau physiologique et
lutcr la pr6paration; tapoter doucement sur la lamelle avec l’ongle pour
briser les enveloppes oocystiques.
On peut monter directement dans une
goutte de la solution enzymatique; dans CE cas, on obtient la libération des
spornzoïtes.
2ème technique : lavar les oocystcs par 2 centrifugations dans la
s o l u t i o n s u i v a n t e :
1000 cc eau tamponnée à 7,4 (tampons : NaH2 Po4-4,OB gr/l
Aa2H Po4-3,55 gr/l)
30 cg de pancréatine
75 cg de sels biliaires.
Prélever le culot, le broyer au tube de POTER. Monter une goutte de la suspen-
sion entre lame et lamelle. Luter la pr6parntion et examiner sur platine
chauffante.
c
* rupture des enveloppes et libération des sporozoltes.
e
-6-
Il est possible de suivre les modalitjs de l’exystation proprement
dite. L’agitation des sporocystes est fonction de la tempkature (maximum
40 à 42%). Certains d'entre eux, sous l’action des2 sporozoïtes captifs
agissant à la manière d’un couple de forces, tournent sur eux-mêmes de plus
en plus rapidement.
Finalement, la fine cnveloppc sporocystique se dkhire
en 1ibGrant les sporozoïtes qui nagent immédiatement dûns le milieu par
contractions successives,
3 ) M é t h o d e s d’isolement.
m - - - m - - - - -
Au cours de ce stage, les mBthodes d’isolement de souches pures
n’ont pu &tre abordées de façon prkise car les rccherchcs du laboratoire
de parasitologie de Jouy-en-Josas portent essentiellement sur la coccidiosc
caecale à Eimerio tenella, espèce isolce naturellement dans les caecums.
Cependant, on peut envisager d'ores et déjà un certain nombre de méthodes
plus ou moins théoriques.
a) Méthodes biologiques.
Dans le sas, par exemple, de Eimeria tenella, il est facile
d'obtenir une souche pure; il suffit en effet de prélever les caecums d’un
animal infesté et d’en extraire les oocystcs selon la m&thode classique
d’ktablissement d e s souches,dt5jà indiqu&e. Il est donc absolument nkessaire
de connaPtrc la localisation exacte des phases terminales des espèces de
coccidies dont 1’6tude t:st envisagte afin de pouvoir les isoler d’une manière
rigoureuse.
D'autre part, si l’on connaît exactement le temps dtGvolu-
tion des diffkentes espèces d’Eimeri3 associ6es dans le souche de dcpart,
il est possible de sCparer,à partir d'excrGments d’animaux infestés expG--
rimentalement > les oocystes de l’espèce dont le cycle est le plus rapide dons
les conditions de 1'cxpEricncc.
be M é t h o d e s mkaniques.
Ces mGthodes consistent à isoler un oocyste à partir duquel
on essaye d'infcstcr expérimentalement un animal absolument sain. (vérifier
.wparav::nt l ’ a b s e n c e d ’ o o c y s t e s d a n s li:s fkes) I L’infzstation e s t r&pGtée
en chaîne au moins trois fois.
A chaque passage on administre à un animal
sain la totalit5 des excréments rejetés par l’animal infest6 anterieurement
(après avoir vérifie la présence d'uocystes), dans le but de multiplier
l’espèce au maximum.
Finalement, on doit obtenir dans les excréments du dernier animal
parasité une bonne concentration d'oocystes de la meme espèce que celle de
l'oocyste de départ.
J...
- 7 -
Pour isoler un Seul oocyste, il existe actuellement trois mkthodes,
de rhalisation extrêmement délicate :
.
l- à partir d’une solution aqueuse contenant un certain nombre
*
d'oocystcs, effectuer des solutions de plus en plus diluées afin d'obtenir
t. .
dans un très faible volume d’eau (par exemple dans une goutte de la solution
terminalo montCe sur lame), un seul oocyste.
2- on peut utiliser un "emporte-pièce" spki.el,parfaitcment centré,
que l’on substitue à l’objectif microscopique après avoir placé l’oocystc à
recueillir bien au centre du champ; repérer le centre à l’aide du spot
lumineux (méthode américaine ).
3- emploi d’un micromanipulateur (méthode cxtrEmement préciso).
4) Excrétion oocystale.
m-w--- - - -
Dans bien des cas, il est indispensable de connaître, soit la
quanti-G d’oocystes emise par 24 h et par animal, soit .$e nombre d'oocystcs
par gramme d’excréments t5mis par animal, dans des conditions donnees.
Méthode : Par un dispositif spécial, recueillir soit un
échantillon représentatif, soit la totalité des excr6mcnts émis par l’animal
parasit6; peser et mettre en solution aqueuse.
A l'aide d'un broyeur mka-
nique, homogénéiser 12 solution au maximum et pr6lcvor en plusieurs endroits
diffkcnts un volume donné de la suspension.
Compter le nombre d<oocystes
à ln cellule de THOMA.
Un calcul mathbmatique nous donne la concentration des oocystcs
dans les excréments, vsleur quantitative constituant un critère fondamental
5
d’cxpBrimentation.
5) P r o d u c t i o n d’antigkne
- - w - - 1 - - - - - 1mcrozoïtes
- - - - - (Eimerio tenella).
Méthode : Infester experimentalemant un lot de poussins à
raison de 10.000 oocystes sporulrk àe E.tenella par animal,
- 5 jours après, au stade mtkozoïtes de 2ème generation (stade pathogène-
c f .
-
cycle évolutif), prélever les caecums,
III
-
HISTOLOGIE.
- 9 -
- isoler une portion de l'organe à étudier, par exemple une portion
intestinale
; ligaturer: une des extrémitk et par l'autre injecter à la
seringue une quantité de liquide fixateur suffisante pour distendre modércment
la cavité,
.
- lier l'extrGmit6 par laquelle on a pratiqué l'injection; sectionner
.
In pi3rtiE ainsi prgparoe, la plonger dans le liquide fixateur.
Après fixation complète, on peut très fscilernent d6biter en
rondelles.
Remzrquc :
avant la mise en place de la première ligature, faire passer dans
la lur,rii?rc du tube intestinal un léger courant d'eau afin de dsbarrasscr
celui-ci des excrhmcnts les plus grossiers.
b) Fixation.
Les fixateurs suivants ont Ct5 utilisk.
1- BOUIN NORMAL(ou PICROFORMOL DE BOUIN).
2- MELANGE DE BOUIN HOLLANDE (ou PICROFORMOL CUPRIQUE).
3- MELANGE DE DUBOSQ BRPSIL (ou BOUIN ALCOOLIQUE).
4 - MELANGE DE HELLY (ou ZENKER FORMOL)
bichlorure de mercure . . . . . .
5 g
bichromate de potassium
295
sulfate de sodium
1 cl
aau distilltk
100 cc
formol neutre
10 %
Fixation au hel1.y :
temps de fixation
. . . . . . . ..a
5h
lavage à l'eau
12 h
lavage à l'alcool iode pour
enlever le bichlorure
. . . . . .
12 h
dcshydration : alcool
3 bains
toluène
. . . .."............
3 bains
Fixetion aux diffcrents BOUINS :
temps de fixation
. . . . . . . . .
2 à 4 jours
Laver directement 5 l'alcool à 950 en prir;sencc de carbonc7tc de lithium poux
faciliter l't?liminatinn de l'acide picrique.
deshydratation : alcool
3 bains
toluène Il..... . . . . . . . . .
3 bains
J...
c
l- COLORATION A L'HEMATOXYLINE FERRIQUE DE HEIDEWW'I
mordnnt : alun de fer à 3 '$ (sulfate double d'ammonium et de sesquioxydo
2 h
-lO-
Temps de deshydratation
a l c o o l 1 70-9S”
alcool 2 950
alcool 3 100~
4
-
Zh
2 h
3 h
.
wreqnation t o l u è n e
l
toluene 1 : 1 h
toluène 2 : 1 h
toluène 3 : ICI-15 h
c) I n c l u s i o n e t coupe‘
- l a s t i s s u s d o i v e n t s u b i r ÛU prbalable 3 b a i n s de p a r a f f i n e ( 3 h ; 3 h ;
12 h) a v a n t d ’ ê t r e i n c l u s d a n s l e b l o c ,
- les b l o c s s o n t coupÉs à 5 microns à l’aide d:un microtome,
- les coupes sont coll~cs sur lame par une solution aqueuse d’albumine de
Mason, sur platine chauffante,
- laisser sbcher l e s c o u p e s 2 4 h.
d) Colorations.
Avant d'effectuer la coloration, deparaffincr en pnssnnt
les coupes successivement dans : toluène : 2 mn, alco-rl à 950 : 2 mn c-t
a l c o o l 70° : 2 m n .
P u i s l a v e r à l’eau distillLe.
Les colorations suivantes ont Gt6 r6alisGes :
1 - COLORATION A L’HEMATOXYLINE FERRIQUE DE HEIDEMHAIN
.L-
mordant : a l u n d e f e r à 3 % ( s u l f a t e double d’ommonium e t d e s e s q u i o x y d e
de fer) ,.,............."......... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . , . . . . . . . . . .
Zh
,
colorant
: solution aqueuse d t hematoxylinc de Geigy à 1 % (10 cc sol.
h&motoxyline à 10 $ dans a l c o o l 900 + 9 0 c c d ’ e a u diskill&) . . .
2 h
(laver à l'eau entre chaque opdration)
- diffgrencicr à l ’ a l u n de fer ( s o l u t i o n differentc d e c e l l e q u i a servi
à mordanccr); lwcr à l’cnu distillce, deshydrater, puis monter au baume du
Cannda ou au D.P.X.
./...
-II-
2- Wthode PANOPTIQUE-PAPPENHEIM
ler temps : 1 cc May Grunwald + 4 cc eau distillée neutre (neutralisee
l
*
par du carbonate de soude)
i
1/4. d'heure à 37OC
‘-
*
2ème temps: Giemsa, 3 gouttes pour 2 cc d’eau distillée
i 3/4 d ’ h e u r e à 37%
DiffErencier par actions successives pendant quelques secondes dans eau
ac6tifific à 1/.500 o u a l c o o l absolu-acetonc. Puis lavnr à l’eau distilluc
et monter au baume ou au DPX.
3- COLORATION A L’HEMALUN-ERYTHROSINE-SAFRAN de P.MASSON.
-”
- Colorer à l’hémalun 5 à 15 mn, puis laver à l’eau,
- differencier à l'aicool chlorhydrique quelques secondes (suivre
au microscope l’évolution de la différenciation),
- faire virer la coloration (du rouge au bleu violet par action de
ltoau du robinet légèrement alcaline, 5 mn),
- colorer à l'érythrosinc sur lame une seconde et laver à l’eau,
- passer quelques secondes à l’alcool à 700,
- colorer sur lame au safran alcnolique, 5 mn,
- passer quelqws secondes à l’alcool à lUO%, puis au toluène,
- monter au baume ou au DPX.
2) Frottis
- - - -
a) Realisation du frottis.
Méthode : par une incision longitudinale, ouvrir l’intestin
ou le caecum au niveau de la zone Parasit%e; appliquer la muqueuse contre une
lame do verre en frottant doucement. On peut 6galemcnt realiser un broyat dc
muqueuse dans un peu d’eau physiologique, prelever une goutte de solution et
l'étaler sur lame à la manière d’un frottis sanguin.
b) Coloration du frottis
à sec,
- après séchage, colorer la lame pendant 3 mn au May Grunwald, puis
ajouter de l’eau distillee neutre. Laisser agir une minute,
- egoutter sans laver, et colorer 30 mn au Giemsa.
./. . l
---
-.12-
humide,
- passer le frottis (COU~: par eau albumineuse) aux vapeurs d’acide
. -
osmique, puis fixer au Bouin alcoolique pendant 10 mn,
- laver à l’eau courante et colorer de la même façon que pour les coupes
histologiques.
? ,
IV - CYCLE EVOLUTIF.
Parmi les nombreuses espèces d'&imeria parasites du poulet,
Eimeria tenella est particulièrement bion connue quant à son cycle évolutif,
Il est vrai que sn localisation tres stricte nu niveau des caecums en fait
une espèce très facilement accessible à tous les stades,
L'observation des
diffCrzntcs phases endogènes peut Etre faite par coupos histologiques ot
frottis, compte tenu du temps d’évolution du parasite dans les cellules
h&tes.
Le cycle d'Eimeria tenelln est d6cr.i.t ici à titre d’exemple gEn6rol
-d--P
do développement des Eimeriar
--a. t o u t e s les p h a s e s dessinges o n t Btd obscrvees
personnellement sur coupes et frottis colorés au Pappenheim.
CYCLE
.-I_
Les oocystes cmis dans la nature sporulent en moins de 24 h; ils
sont absorbés par les volailles, passent dans le gésier où l’action mksn-lque
provoque la libération des sporccysttis.
Ceux-ci arrivent au duodénum où ils sont soumis à l’action chimique
du suc pancréatique et de ia bile qui provoquent 1 o 1ibLration des sporozoïtes.
Les sporozoïtes sont cntralnés à leur tour jusqu’aux caecums
( c f . p l a n c h e 1, fig.l-2, 3-4),
-
Le sporozoïtc passe à tra.ers les cellules epitheliales et s :insère
entre la muqueuse et la tunique musculaire. A ce niveau il est phagocytu par
un macrophage qui l’entraîne avec lui dans Les cellules glandulaires; le
parasite envahit la cellule hôte tandis quo Ic macrophagc disparaît.
Toute cette Grcmière partie du cycle se dEroule en 12 h au maximum.
J...
--
,--.--
A) MJLTIPLICATION ASEXUEE.
Le sporozoïte croit dans sa cellule hôte et devient un trophozoïte.
Ce dernier donne un schizonte de lère génération qui renferme un certain
nombre de m8rozoïtes de Ière géneration.
. -
A l'ouverture de In cellule hôte, les mérozoïtcs 1 sont 1ibErCs
dans la lumière et vont parasiter à nouveau une cellule de l'hpithélium glan-
.
dulaire, donnant une 2ème génkction de schizontes avec des mérozoïtcs II,
‘
de forme plus allongk que les mkozoïtes 1. C'est le stade Sème jour.
Le stade schizonte II est très pathogène, le schizonte s'infiltre
3 l'int&rieur de la glnndc et provoque la destruction de tissus avec atteinte
des nerfs, des vaisseaux sanguins, creant des hémorragies locales et des
inflammntions.
Une 3ème gb&ration est observee quelquefois (cf.
- plnnchcs
II-III, fig. 5-6-7-8-9-10).
B) MULTIPLICATION SEXUEE.
Le mérozoïtc II pcnètre dans une cellule Gpithiliale, se d&eloppe
pour donner, soit un macrogamètncyte granuleux et acidophile, soit un micro-
gamètocyke basophilc.
Dans le macrogamètocytc se diffErencie un volumineux mncrogamEte,
tandis que dans le microgamètocyte appornît un très grand nombre de microga-
mètcs biflagellés (&. planche IV, fig. 12-13-14-15-16~.
La fécondation s'effectue dans la cellule h&tc, elle aboutit à la
formation des oocystes qui sont émis à l'extcrieur avec les féces, au 7ème
jour.
Les conditi..:ns d'une bonne sporulation sont :
- tempCrature : 39gC
- humiditi: relative : 75 % minimum
- oxygenation intense.
./. . .
.
-IJ-
LEGENDE DES SCHEMAS
PLANCHE 1
- de l'oocyste au sporozoïte.
l
-
Fig. 1 - oocystc mür, à doublr e n v e l o p p e ; à l'int5riLur une masse cytoplas-
mique i n d i f f brenciée .
F i g . 2 - oocyste sporuli! (4 sporocystes)(remarquer les 2 granules polaires).
c
.
Fig. 3 - sporocyste libre (2 sporozoïtes); prEsence d’un corps de Stieda et
d’un risidu sparocystique.
F i g . 4 - sporozoïte libre, avec un noyau central et un globule refringent.
PLANCHE II - du trophozoïte au m&ozoïtc 1.
F i g . 5 - spnrozoïte dans une cellule hôte.
F i g . 6 - trophozoïte (développement du sporozoïte) (le noyau de la cellule
hôte est 6crasC contre la membrane cytoplasmique).
F i g . 7 - schizonte de Aère génération; remarquer la persistance du globule
kfringent déjà present dans le sporozoïte et le trophozoïtc,
F i g . 8 - m8rozoïtc de Ière gén&ration.
PLANCHE III - 2ème
génération.
F i g . 9 - s c h i z o n t e d e 2ème génbration , p e r t e d u g l o b u l e r&fringent.
F i g . 1 0 - m?rozoïte de 2ème g&nGration, p lus allongd q u e c e u x d e l a Ière
gfineration.
F i g . 1 1 - nérozoïte II dans une cellule epithéliale.
PLANCHE IV - phase sexuée.
F i g . 1 2 - macrogamètocyte en voie de maturation,
F i g . 1 3 - macrogamète à granulations acidophiles,
F i g . 1 4 - microgamètocytc (fines granulations basophiles)y
F i g . 1 5 - n microgamètos en "pelote".
F i g . 1 6 - microgamète biflagell6.
MENSURATIONS
oocyste :
22,96 sur 19,6 microns
schizonte de Ière géncration E 24 sur 17 microns (avec 900 mzroroïtes)
mérozoïtc 1
: 3 microns
schizonte II
: 50 microns de diamètre
m5rozoïte II
: 16 microns
microgamètocyte : 12,4 sur 8,7 microns
macrogamètocyte : = oocyste.
* -
. .
.
3
m-
. *
*
‘
9
10
i
11
-19-
v- LA COCCIDIOSE MALADIE.
. -
.
Le premier problème qui se pose au cours des recherches sur la
*
coccidiosa est l’~tabli.sscment du diagnostic.
.
La coccidiose peut se définir ainsi :“maladic parasitaire due à
l a prkencc d a n s l e s c e l l u l e s é p i t h é l i a l e s d e l ’ i n t e s t i n , d u c a e c u m o u d u
rectum,
de sporozoaires appartenant à la famille des Eimcriidae et du genre
Eimeria, caractérisée par un syndrome dysentériforme avec émissions dior-
rhoiques aqueuses et sanguinolentes “.
Il faut donc pour Etablir le diagnostic de coccidiose que soient
réunies les 3 conditions suivantes :
- prhsence en grand nombre du parasite (critère d’estimation : nombre
è'oxystcs emis par g. de feces),
- lisions tissulaires nettes, surtout au nivcnu do la muqueuse, au niveau
bpithelial les dégâts sont g6neralcment moins importants,
- ht5morragies avec concentration d’éosinophiles sous la muqueuse, nu
nivccu du la zone Parasit&e.
Au sujet des Xsions,
il a éte Etabli au Laboratoire de Pathologie
aviaire de Jouy-en-Josas, une échelle permettant de noter les lésions pnr
ordre d'importance.
Gamme de refbrences :
a) Stade 7ème jour-coccidiose caecale à E.tenclla
0 - pas de lkion, caecums normaux.
l- quelques taches hemorragiques (pétechies ) ou Epaississement ou
amincissement
2- muqueuse hemorragique sans contenu sanglant (muqueuse rouge)
3- muqueuse hémorragique avec contenu légèrement sanglant ou légerc-
ment fibrineux
4- muqueuse fortement hemorragique (ou desquamde) avec contenu son-
glnnt ou très fibrineux (taille normale ou faiblement distendue)
5- muqueuse fortement hemorragique (ou desquamee) avec contenu sen-
glant o u t r è s f i b r i n e u x , caecum fortement distendu par le contenu
b- mort de coccidiose.
J...
-2lJ-
b) Stade 5èmE: jour (stade m;rozoïte II)-coccidiose coccale à Eimerio tenells.
0 - pas de lEsion, caecums norm3ux
1 - amincissemont,
contenu sanguin
2- volume normal Sans amincissement, con tenu sanguinolent , érosion de
la muqueuse
2’- un petit bouchon fibrineux, mais avec 16sions discrètes de la mu-
queuse
3- volume normal, desquamation complète de ln muqueuse, contenu en
boudin sanglant org2nisC au lEgère hypertrophie wec contenu fluide
4- caecums Ggèremcnt distendus, amincis, contenu h6morragiquc orga-
nisé
5- caecums très distendus, contenu sanglant ou coccums nettement dis-
tendus ovcc contenu organis E
6- mort de coccidiose ou très forte hypertrophie avec contenu très
f i b r i n e u x .
Une fiJiS le diagnostic Etabli, il faut entreprendre unu action
cur-tive. Les traitements <actuellement employds ,avec plus ou moins de
succès sont les suivants :
QUINACRINE
Pour!rc cristalline jaune franc, soluble dans l'cnu, prCscnt& en comprimfis
do 1 g et 0,l g.
Chez les bovins et ovins, utilisée pnr voie buccale 3 la
dose dr: 1 g pnr 100 k, e n i!mulsion d a n s l ’ e a u , e n 2 f o i s d a n s l a journee.
Renouveler le traitement 2 à 3 jours de suite. Tenir les animaux à jeun la
veille au snir.
NIVAGUINE
Poudre cristalline blanche, dc saveur très amère, inodore, très soluble dans
l'enu, prhscntee en comprim;:s de 0,30 g. Active contre la coccidiose bovine
à 1~ dose de 1 cg par k et par jour.
Ecraser les comprimes representant la
dose journaliere et les Gmulsionncr dans l'eau tiède à raiscn de 3 comprimes
pnr litre d’eau. La dose sera don&c en 2 fois d.ans la journec. Renouveler
le traiirmént les 2 jours suivants.
SULFAMIDES
Un ccrtain nombre de sulfamides sont actifs contre les coccidics; parmi eux :
1) La sulfadimerazine (Sulfaméthnzinc, Sulfaméznthine, Vertolan)
administrée par voie buccale à la dose initialle de 0,1.5 g par k le promicr
jour, puis demi-dose les 4 jours suivants.
-22-
Ln prhcnte ~:xpkiencc tend 5 mettre en Çcvidence une diff0rcncr: de
sensibilité à In coccidiose entre des "Favcrnlles do couleur clairet1
,
(gktotypc 1) et des "Foverollcs de couleur fonc6e) (genotypc II), d'une
p,?rt dans des conditions normales d'alimentation, d'autre part, en prkcncc
d'unc clrcnce en vitamine A.
L
.
H,ypnthèse : les Fnverollcs font% sont plus scnsiblcs à 12 coccidioso,
leur vit-mine A étant mobilisdc en priarith pour l'hlaborstion du pigment:
.
car+hoZde.
LJ c;ircncc en vitamine A aggrave cotte sensibilité,
Protucole expfhimentnl :
Tout le protocole experimentnl repose sur 1ssXoi.s de rkpartition
statistique; pour no pas entrer d?ns lc ciklsil des ophratitins, disons sim-
plement qu'il consiste à Saliser des Echantillons de populntions,homo~~èncs
cfitrc TU~, Ct rc;:r:'sent3tifs Jr le pnpulatiun 2c ~ii:,?r-L. (c;?nstructii.:n
-"hicl
<<
::jrwmos, calcul drs rn:;yi:nnes et des variantes).
Prhentation des lots
:
-.-* .“.
:
.:
:
:
-!
:
GENOTYPE 1 (clairs) !
GEMOTYPE II (fonc6s)
:
:
:
:
f
:
a-.
:
*-.
:
4
:
Alimentation
i Alimentation carcn- i
:
Alimentation : 4imentation carencki
:
:
standard
:
cEe en vitamine A :
standnrd
i
:
:
en vitmine A
:
:
.
- -
jsains :inoculhs:
:
f
sains :
inoculés : sains
:inoculSs
:
sains :
inoculés
.
:
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!
1;
2:
I
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5
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7
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8
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. . . . a.
. . . . . . . . . ...*.... : . . . . . . : . . . . . . . . .
..a.... :
:
:
:
:
.-...* . . . .
:
:
:
:
On a donc au d8part ~5 lots.
Les animwx sont répartis en 2
b-ltterics d' cxp6rimentatian en tenant compte des lois dc distribution
statistique.
On enregistre les donnEes suivantes :
- poids des animaux à 13 jours (dFpart)
- poids des animaux à 20 jours
(fin)
7 jours = dur& du cycle évolutif de Eimeriz tenella
(infestation cxpÊrimentale
: 25.000 oocystes sporulés par animal)
- gzLn de poids individuel
- estimation des lésions individuelles.
./. . .
-2%.
Conclusion :
a -
Lc,s rEsultats obtenus indiquent que chez les F,?verolles fnnck
caroncCs,
les lesions sont plus imp\\lrtantcs; chez les foncés stnndnrd, les
diff0rcnccs sont moins apparentes; l'hypothèse est donc vdrifi5e.
Les Favcrallus foncEs sont plus sensibles à 1~ coccidiosi: coccnlc
.
que les F-:verolles clairs, surtout s'ils sont c;irzncds en vitamine A.
EXPERIENCE II - PropriGtk coccidiostntiques du ZOAF'IX
(coccidiose coecalc à Eimcri,, tenella).
Rusultots de l'experimentation :
l1 Dans les conditions cxpLrimentalcs, le Zocmix (prEm5langc à
25 $ d'ortho-dinitro-toluumide), incorpor6 à l'aliment à raison de 500 g/
tonne, soit 125 ppm de substonca active, a mont& unu nctiviti prhventive
rem,nrquable dans la coccidiosc caecale du poulet.
Cette xtivitc se manifeste en particulier par une inhibition
tc?talo de lz mortalit6 par coccidiose , par lfibsenco dans la mnjoritu des
c?s dlhCmorrngics caecales, par le maintien d'un c:tat gïkeral satisfais:nt
des animaux soumis aux inoculntiuns d'épreuve, et par un ababsement très
impor-tant des lésions caecales.
Les gains de poids dos enimaux infectAs et
trait& au Zoamix sont significativement supSricurs A ceux des térPoins
inoculés.
L'ensemble des critères utilisEs permet en outre de conclure à lo
sup6rioritL du Zosmix sur un coccidiostatiquo de r@f5renco, la Nicnrbazine,
Contrairement n cc qui a 5tL observ6 pour In Nicnrbnzine, lc
Zonmix no semble pas, à 13 dose normale d'utilis*otion, avoir d'cffet toxique
sur les animaux '?
EXPERIENCE
III - Prcpridtés coccidiostatiqwsde 1RMPROLIUM
(coccidiose cciec:~lc à Eimeria tenella)
Rbsultats de l'expérimentation :
If L'Amprolium ajout6 aux aliments pour poulets de chair,à raison do
125 wm, assure une excellente protection vis-à-vis de la coccidiose cnccale
à Eimerir! tonelln.
Cette activiti pkventivc sc treduit notommcnt :
J...
-.._-.
-24-
- par I'absencc de mortalité par coccidioso chez lesatimaux fortcmcn-t
contamin&s,
J
-
- par une inhibition remarquable des Xsions cnccnles,
- pqr une roduction très marquk de la multiplication du parasite,
- par le maintien d'une crnissLlnce
et d'un taux de conversion alimcntairc
identiques aux sujets non inoculus.
.
Cette activité semble se manifester au wurs du cycle par::sitF,irc,
av.znt ou au dabut de la formation de lq seconde g07érntion do merozcï-tes.
La supplémentatirrn nlimentairc par lAmpr3lium permet ,chcz 1~s
animaux contamin&s,l'utablissement d'unt: résistance Tcquise à la rcinfcctii>n.
Cette résistance est au moins égale, sinon supérieure, à l'immunit5 naturelle
mais elle semble pmcoder d'une wtra nature et n'est pus lii:e à l'inhibiikn
des Elcments parasitaires. Elle SC traduit, en outre, p"r une gugrison
plus ccmplète que celle des tomoins corrcspondwts.
Chez les poulets non
contnmin66, 1'Amprolium ne modifie ni 1~ croissance pondér-r?le, ni le taux
de conversion alimentaire. A la dose considerée, aucun signe de toxicité
n'est zppnru chez les sujets soumis de façon continue 3 1~ supplhmentZ?tiont
L'analogie structurale de 1'Amprnlium nvcc la thiamine oblige
ccpcndant =I~X &Serves d'usage quant à Iak~xicitG à long terme du prt::duit
avant que des donnbes plus complètes soient disponibles 3 ce point de vue,
et notamment dans le cris d'une administration & des doses supérieures à
celle pr&entement utilis6e".
2
.
Les expériences II et III ont ét2 donn6es à titre de document de
base. Lcskanclusions rapport6cs sont tir6es des notes du doctar-vEtGrinni&
J. AYCARDI, Directeur du Laboratoire de Pathologie aviaire (Jouy-en-Joscs),
VII - MATERIEL SPECIAL.
.
Outre le matSrie classique d'un lnbiratoire de biologie : vorrc-.
rie, matériel d'histologie et produits chimiques courants, la monipulotion
des coccidies nkessitc un mntkicl spdcial et exclusif.
Le tableau suivant donne la lista des appnreils absolument
indispensables pour le d6mzrrage des travaux de recherche.
./. . .
-25-
L
-
4 c e l l u l e s d e THDMA
. . . . . . . .
numGration des nncystes
i broyeur mkanique NEC rhéostat
broyage des excrements
,
1 centrifugeuse (tubes en plastique)
isolement des cocystes
1 étuve à 3floc
. . . . . . . . . . . . . . . .
spnrulation
1 EtuveàlOO~C
. . . . . . . . . . . . . .
sthY.J.isation
1 balance TrEbuchet
. . . . . . . . . .
pesée des oxcr6mcnts
1 rEfrig&atcur
. . . . . . . . . . . . . . .
conservation dos swches
2 tubes de POTER
. . . . . . . . . . .
broyage des oncystes
1 platine chauffante (de microscope) exystation
1 microscope complet (immersion,
tubo 3 dessiner, micromètres)
observntions morphologiques et
i biologiques.
1 gh?rateur de vapeur
. . . . . . .
desinfection dns locaux d ’ cxp&ricnccs.
-- -- --+-
-26-
C O N C L U S I O N
A la suite de ce stsgc de spécialisntion, des travaux de
recherches vont être entrepris au SénEgnl, dans les principales regions
d'&wnge où sévit la coccidiose.
Ce seront, sur le terrain, des enquêtes épidémiologiques pnr
examens coprologiques, avec autopsies et étude des lesions aux abattoirs;
au laboratoire, l'étude du ou des parasites en cause, avec détermination
sphcifique, établissement du cycle évolutif, locclisn-cion et importnnce
des Gsions.
Les recherches sur les coccidiostnts efficaces seront poursuivies
pûrnllèlement.
REIVIERCIEMENTS.
Je tiens à exprimer mi: sincère gratitude 3 Monsieur le Docteur-
vetérinnire J. AYCARDI, Directeur du Laboratoire de Pathologie aviaire du
C.N.R,Z., à J o u y - e n - J o s a
, s .
qui m'a accucllli dans son service, et m'a si
justement conseillé durant ce stage.
Je prie Monsieur le Docteur-vetérinnire PAGOT, Directeur de
l’Institut d’élevage et de mddecine vétérinaire des peys tropicaux, et
Nonsicur le Docteur-vétérinaire ORUE, Directeur du Laboratoire national de
recherches vétfirinaires de Dakar, d'accepter mes très vifs remcrciemei~ts
pour les facilités qu’ils m'ont accordées en me permcttnnt d'effectuer ce
stage d e s p é c i a l i s a t i o n .
.
.
--
des PAYS TROPICAUX
Laboratoire national de 1’Elevage et de
Recherches vEtCrinaires de Dakar-Hann
-
COMPTE-RENDU
d’un stage effectué au Laboratoire de Pathologie aviaire du
Centre National de Recherches Zootechniques de Jouy-en-Josas
(Seine & Oise), du Ier octobre au 30 novembre 1964.
(Mi:thodes générales et techniques de recherches concernant la
biologie, la systématique et la thérapeutique des coccidioses)
par G. VASSILIADES.
-
-
Au cours d’un stage d’une duree de deux mois, cffectud au Labora-
toire de Pathologie aviairc du C,N.R.Z., à Jouy-en-Josas, un certain nombre
de problèmes techniques et theoriques concernant la biologie, la sysiSmatique,
la thkapcutique et la prophylaxie des coccidioses ont íté abordés.
Des enquêtes récentes ayant démontré l'importance de la coccidiose
des ruminants au Sénégal, l’étude de cette parasitose a dté inscrite dans le
programme de recherches du Laboratoire national de recherches vCtCrinaircs
de Dakar.
Pour aborder et entreprendre efficacement les travaux concernant
l’étude au laboratoire et sur le terrain de cette protozoose au Sénégal, il
a paru intéressant de se familiariser avec les techniques genéralcs et
récentes utilisées dans un laboratoire specialish.
Dans le présent rapport, les notes sont groupées en un certain
nombre de chapitres représentant chacun un aspect de la recherche en matière
de coccidiose.
1 - Documentation,
II - Techniques de laboratoire,
III - Histologie,
IV - C y c l e Gvolutif,
V
- La coccidiose maladie,
VI - Expériences,
VII - MatBriel.
1
- DOCUMENTATION.
La consultation du fichier de documentation du Laboratoire de
Pathologie aviaire a permis de compléter en partie le fichier de basa mis en
route au Laboratoire de Dakar en juillet 1964, d’analyser et de rhsumcr un
certain nombre dedocuments, notes et tirEs à part.
Suivant la classification adopt@c à Jouy-en-Josas, les rEférences
bibliographiques peuvent être grouphes en deux series distinctes :
I1 C o c c i d i c s o
e t
” C o c c i d i o s t a t s “.
La séric'Xoccidizs"pcut être décomposée de la façon suivante :
- protozoologie ginErale,
- coccidies et coccidioscs,
- techniques de laborntoire,
- h i s t o l o g i e ,
- associations pathogènes,
- coccidiose bovine,
- coccidiose ovine et caprine,
- coccidiose aviaire,
- autres coccidioses.
Dans la S&cie des’loccidiostats fi les Gférenccs peuvent être
classdcs s o i t e n f o n c t i o n d u c o c c i d i o s t a t , s o i t e n f o n c t i o n d e l’h&ta d o n t
le traitement est envisage.
II
- TECHNIQUES DE LAEDRATOIRE.
1). Etablissement et conservation des souches
------mm----------us--=
a) Infestation expérimentale.
Méthode : Dans une culture d'oocystes, prClever une bonne
quantiti: d’oocystes, l’homogénéiser dans une quontitc connue d’eau physiolo-
gique.
A l’aide d’une cellule de THOMA, déterminer le nombre d’oocystes par
mm3.
Modifier les variantes (quantité d’oocystes/volumc d’eau physiologique)
afin d'obtenir par exemple 25.000 oocystes par mm3, ce qui constitue une
dose moyenne d’infestation.
./. . .
-4-
Chez le poussin, l ’ i n o c u l a t i o n s e f a i t à l a p i p e t t e graduk,
directcmcnt dans le fond de l’oesophage (Eimeria tcne1.l~). Le temps d’UvoCl.u-
tion de Ira maladie est de 7 jours, le jour de l’inoculation @tant comptl
j o u r zfiro.
C'est donc eu 7ème jour que l’on prGlèvc les caecums pour rku-
pErer les oocystes.
b)
Concentration,-1Lvzgc &tco-n~e~v~t~o~- &es ~oc-y~t~s.
----a-
Méthode : (cx.Eimeria tenolla c h e z lo p o u s s i n ) .
- racler la surface interne des caecums parasitk pour rkupércr la tota-
lit5 du contenu (ne pas racler la muqueuse trop profond@ment, les d@bris
muqueux sont giinants pour la suite des opérations),
- diluer les excréments dans un peu d’eau physiologique à 6 o/oo do manière
à former une pâte consistante (par exemple : 20 gr. f 7 à 8 cc d’eau).
Passer ou broyeur pendant quelques secondes, puis mélanger le broyat avec le
double de son poids de glycdrine pure (d = 1,26),
- répartir la suspension homogène obtenue dans un certain nombre tic tubes
à centrifuger (àc préfzrence en plastique car les oocystcs ont tendance à SC
coller sur le verre),
- centrifuger à 4500-5000 tours/minute pendant 10 mn, après quoi la sur-
face des tubes est recouverte d’une pellicule de 2 à 3 mm d'epaisseur contc-
nant pratiquement tous les oocystes du prslèvement,
- prélcvcr la pellicule sans la melanger au liquide, puis la diluer dans
un peu d’eau physiologique
à l’aide d ‘une spatule ou d r un "clou" (agitateur
à extrbmitrî! a p l a t i e ) ,
- filtrer cette dilution sur gaze pour eliminer les dernières particules
qui seraient montées B la surface du tube,
- centrifuger une 2ème fois, en milieu physiologique. La totalit8 des
oocystes se depose ab fond du tube.
- décanter. Ajouter quel.ques gouttes d’eau physiologique; bien mElangEr
la pellicule avec unc pipette pour obtenir une suspension bien homogène,
- sur un milieu "agar" en solution à 15 o/oo dispose dans le fond d’unc
boite de Pétri, Etaler la suspension d’oocystcs,
- afin d’obtenir la sporulation des oocystes, mettre les boites dc Petri
sons couvercle, à l’ktuve à 30% (l’étuve doit avoir une aération suffisanto
et une humidité relative importante),
- oprès la sporulation, conserver les boites de PGtri fermees (gblosc +
oocystes sporulés) au frigidaire, à 4OC.
./...
2 ) ~x~station e x p é r i m e n t a l e *
- - - -
- - - - -
Si l'observation des oocystes est relativement ai.sGe, colle des
4
I
sporocystos et des sporozoïtes est b e a u c o u p p l u s dt+licatr e t nkessite un
cortoin nombre de manipulations prealables.
Il faut, en effet, provoquer
artificicllernent l a 1ibEration d e s s p o r o c y s t e s , puis co!.ie d e s sporozo?tes
pour pouvoir Etudier leur morphologie.
Methodes :
a) Lib&ration des sporocystos.
Une suspension oocystes-eau distillik est passEe pondant
15 minutes au broyeur de POTER, puis centrifugk à 3000 tours/minute pcndnnt
10 mn. Si on examine au microscope une goutte de la solution obtenue, on
observe un très grand nombre de sporocystcs en liberté.
b) Lib&ation des sporozoïtes.
Prelever à la pipette une goutte de 10 solution (de prE-
férence dans le fond d’un tube centrifuge), la monter sur lame, la mdlangsr
avec une goutte d’une solution enzymatique, puis lutcr la préparation.
S o l u t i o n enz.vmatiquc
: solution de pancréatine à 0,3 %
plus solution de sels biliaires à 0,75%.
Examiner la préparation au microscope sur platine chauffante règlee 5 41°C.
On peut observer ainsi la libkation d’un bon nombre de sporo-
zoïtss.
Deux autres techniques peuvent être utilisees :
1 ère technique : prdlever quelques oocystes dans une boitr de
culture, monter entre lame et lamelle dans une goutte d’eau physiologique et
lutcr la pr6paration; tapoter doucement sur la lamelle avec l’ongle pour
briser les enveloppes oocystiques.
On peut monter directement dans une
goutte de la solution enzymatique; dans CE cas, on obtient la libération des
spornzoïtes.
2ème technique : lavar les oocystcs par 2 centrifugations dans la
s o l u t i o n s u i v a n t e :
1000 cc eau tamponnée à 7,4 (tampons : NaH2 Po4-4,OB gr/l
Aa2H Po4-3,55 gr/l)
30 cg de pancréatine
75 cg de sels biliaires.
Prélever le culot, le broyer au tube de POTER. Monter une goutte de la suspen-
sion entre lame et lamelle. Luter la pr6parntion et examiner sur platine
chauffante.
c
* rupture des enveloppes et libération des sporozoltes.
e
-6-
Il est possible de suivre les modalitjs de l’exystation proprement
dite. L’agitation des sporocystes est fonction de la tempkature (maximum
40 à 42%). Certains d'entre eux, sous l’action des2 sporozoïtes captifs
agissant à la manière d’un couple de forces, tournent sur eux-mêmes de plus
en plus rapidement.
Finalement, la fine cnveloppc sporocystique se dkhire
en 1ibGrant les sporozoïtes qui nagent immédiatement dûns le milieu par
contractions successives,
3 ) M é t h o d e s d’isolement.
m - - - m - - - - -
Au cours de ce stage, les mBthodes d’isolement de souches pures
n’ont pu &tre abordées de façon prkise car les rccherchcs du laboratoire
de parasitologie de Jouy-en-Josas portent essentiellement sur la coccidiosc
caecale à Eimerio tenella, espèce isolce naturellement dans les caecums.
Cependant, on peut envisager d'ores et déjà un certain nombre de méthodes
plus ou moins théoriques.
a) Méthodes biologiques.
Dans le sas, par exemple, de Eimeria tenella, il est facile
d'obtenir une souche pure; il suffit en effet de prélever les caecums d’un
animal infesté et d’en extraire les oocystcs selon la m&thode classique
d’ktablissement d e s souches,dt5jà indiqu&e. Il est donc absolument nkessaire
de connaPtrc la localisation exacte des phases terminales des espèces de
coccidies dont 1’6tude t:st envisagte afin de pouvoir les isoler d’une manière
rigoureuse.
D'autre part, si l’on connaît exactement le temps dtGvolu-
tion des diffkentes espèces d’Eimeri3 associ6es dans le souche de dcpart,
il est possible de sCparer,à partir d'excrGments d’animaux infestés expG--
rimentalement > les oocystes de l’espèce dont le cycle est le plus rapide dons
les conditions de 1'cxpEricncc.
be M é t h o d e s mkaniques.
Ces mGthodes consistent à isoler un oocyste à partir duquel
on essaye d'infcstcr expérimentalement un animal absolument sain. (vérifier
.wparav::nt l ’ a b s e n c e d ’ o o c y s t e s d a n s li:s fkes) I L’infzstation e s t r&pGtée
en chaîne au moins trois fois.
A chaque passage on administre à un animal
sain la totalit5 des excréments rejetés par l’animal infest6 anterieurement
(après avoir vérifie la présence d'uocystes), dans le but de multiplier
l’espèce au maximum.
Finalement, on doit obtenir dans les excréments du dernier animal
parasité une bonne concentration d'oocystes de la meme espèce que celle de
l'oocyste de départ.
J...
- 7 -
Pour isoler un Seul oocyste, il existe actuellement trois mkthodes,
de rhalisation extrêmement délicate :
.
l- à partir d’une solution aqueuse contenant un certain nombre
*
d'oocystcs, effectuer des solutions de plus en plus diluées afin d'obtenir
t. .
dans un très faible volume d’eau (par exemple dans une goutte de la solution
terminalo montCe sur lame), un seul oocyste.
2- on peut utiliser un "emporte-pièce" spki.el,parfaitcment centré,
que l’on substitue à l’objectif microscopique après avoir placé l’oocystc à
recueillir bien au centre du champ; repérer le centre à l’aide du spot
lumineux (méthode américaine ).
3- emploi d’un micromanipulateur (méthode cxtrEmement préciso).
4) Excrétion oocystale.
m-w--- - - -
Dans bien des cas, il est indispensable de connaître, soit la
quanti-G d’oocystes emise par 24 h et par animal, soit .$e nombre d'oocystcs
par gramme d’excréments t5mis par animal, dans des conditions donnees.
Méthode : Par un dispositif spécial, recueillir soit un
échantillon représentatif, soit la totalité des excr6mcnts émis par l’animal
parasit6; peser et mettre en solution aqueuse.
A l'aide d'un broyeur mka-
nique, homogénéiser 12 solution au maximum et pr6lcvor en plusieurs endroits
diffkcnts un volume donné de la suspension.
Compter le nombre d<oocystes
à ln cellule de THOMA.
Un calcul mathbmatique nous donne la concentration des oocystcs
dans les excréments, vsleur quantitative constituant un critère fondamental
5
d’cxpBrimentation.
5) P r o d u c t i o n d’antigkne
- - w - - 1 - - - - - 1mcrozoïtes
- - - - - (Eimerio tenella).
Méthode : Infester experimentalemant un lot de poussins à
raison de 10.000 oocystes sporulrk àe E.tenella par animal,
- 5 jours après, au stade mtkozoïtes de 2ème generation (stade pathogène-
c f .
-
cycle évolutif), prélever les caecums,
III
-
HISTOLOGIE.
- 9 -
- isoler une portion de l'organe à étudier, par exemple une portion
intestinale
; ligaturer: une des extrémitk et par l'autre injecter à la
seringue une quantité de liquide fixateur suffisante pour distendre modércment
la cavité,
.
- lier l'extrGmit6 par laquelle on a pratiqué l'injection; sectionner
.
In pi3rtiE ainsi prgparoe, la plonger dans le liquide fixateur.
Après fixation complète, on peut très fscilernent d6biter en
rondelles.
Remzrquc :
avant la mise en place de la première ligature, faire passer dans
la lur,rii?rc du tube intestinal un léger courant d'eau afin de dsbarrasscr
celui-ci des excrhmcnts les plus grossiers.
b) Fixation.
Les fixateurs suivants ont Ct5 utilisk.
1- BOUIN NORMAL(ou PICROFORMOL DE BOUIN).
2- MELANGE DE BOUIN HOLLANDE (ou PICROFORMOL CUPRIQUE).
3- MELANGE DE DUBOSQ BRPSIL (ou BOUIN ALCOOLIQUE).
4 - MELANGE DE HELLY (ou ZENKER FORMOL)
bichlorure de mercure . . . . . .
5 g
bichromate de potassium
295
sulfate de sodium
1 cl
aau distilltk
100 cc
formol neutre
10 %
Fixation au hel1.y :
temps de fixation
. . . . . . . ..a
5h
lavage à l'eau
12 h
lavage à l'alcool iode pour
enlever le bichlorure
. . . . . .
12 h
dcshydration : alcool
3 bains
toluène
. . . .."............
3 bains
Fixetion aux diffcrents BOUINS :
temps de fixation
. . . . . . . . .
2 à 4 jours
Laver directement 5 l'alcool à 950 en prir;sencc de carbonc7tc de lithium poux
faciliter l't?liminatinn de l'acide picrique.
deshydratation : alcool
3 bains
toluène Il..... . . . . . . . . .
3 bains
J...
c
l- COLORATION A L'HEMATOXYLINE FERRIQUE DE HEIDEWW'I
mordnnt : alun de fer à 3 '$ (sulfate double d'ammonium et de sesquioxydo
2 h
-lO-
Temps de deshydratation
a l c o o l 1 70-9S”
alcool 2 950
alcool 3 100~
4
-
Zh
2 h
3 h
.
wreqnation t o l u è n e
l
toluene 1 : 1 h
toluène 2 : 1 h
toluène 3 : ICI-15 h
c) I n c l u s i o n e t coupe‘
- l a s t i s s u s d o i v e n t s u b i r ÛU prbalable 3 b a i n s de p a r a f f i n e ( 3 h ; 3 h ;
12 h) a v a n t d ’ ê t r e i n c l u s d a n s l e b l o c ,
- les b l o c s s o n t coupÉs à 5 microns à l’aide d:un microtome,
- les coupes sont coll~cs sur lame par une solution aqueuse d’albumine de
Mason, sur platine chauffante,
- laisser sbcher l e s c o u p e s 2 4 h.
d) Colorations.
Avant d'effectuer la coloration, deparaffincr en pnssnnt
les coupes successivement dans : toluène : 2 mn, alco-rl à 950 : 2 mn c-t
a l c o o l 70° : 2 m n .
P u i s l a v e r à l’eau distillLe.
Les colorations suivantes ont Gt6 r6alisGes :
1 - COLORATION A L’HEMATOXYLINE FERRIQUE DE HEIDEMHAIN
.L-
mordant : a l u n d e f e r à 3 % ( s u l f a t e double d’ommonium e t d e s e s q u i o x y d e
de fer) ,.,............."......... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . , . . . . . . . . . .
Zh
,
colorant
: solution aqueuse d t hematoxylinc de Geigy à 1 % (10 cc sol.
h&motoxyline à 10 $ dans a l c o o l 900 + 9 0 c c d ’ e a u diskill&) . . .
2 h
(laver à l'eau entre chaque opdration)
- diffgrencicr à l ’ a l u n de fer ( s o l u t i o n differentc d e c e l l e q u i a servi
à mordanccr); lwcr à l’cnu distillce, deshydrater, puis monter au baume du
Cannda ou au D.P.X.
./...
-II-
2- Wthode PANOPTIQUE-PAPPENHEIM
ler temps : 1 cc May Grunwald + 4 cc eau distillée neutre (neutralisee
l
*
par du carbonate de soude)
i
1/4. d'heure à 37OC
‘-
*
2ème temps: Giemsa, 3 gouttes pour 2 cc d’eau distillée
i 3/4 d ’ h e u r e à 37%
DiffErencier par actions successives pendant quelques secondes dans eau
ac6tifific à 1/.500 o u a l c o o l absolu-acetonc. Puis lavnr à l’eau distilluc
et monter au baume ou au DPX.
3- COLORATION A L’HEMALUN-ERYTHROSINE-SAFRAN de P.MASSON.
-”
- Colorer à l’hémalun 5 à 15 mn, puis laver à l’eau,
- differencier à l'aicool chlorhydrique quelques secondes (suivre
au microscope l’évolution de la différenciation),
- faire virer la coloration (du rouge au bleu violet par action de
ltoau du robinet légèrement alcaline, 5 mn),
- colorer à l'érythrosinc sur lame une seconde et laver à l’eau,
- passer quelques secondes à l’alcool à 700,
- colorer sur lame au safran alcnolique, 5 mn,
- passer quelqws secondes à l’alcool à lUO%, puis au toluène,
- monter au baume ou au DPX.
2) Frottis
- - - -
a) Realisation du frottis.
Méthode : par une incision longitudinale, ouvrir l’intestin
ou le caecum au niveau de la zone Parasit%e; appliquer la muqueuse contre une
lame do verre en frottant doucement. On peut 6galemcnt realiser un broyat dc
muqueuse dans un peu d’eau physiologique, prelever une goutte de solution et
l'étaler sur lame à la manière d’un frottis sanguin.
b) Coloration du frottis
à sec,
- après séchage, colorer la lame pendant 3 mn au May Grunwald, puis
ajouter de l’eau distillee neutre. Laisser agir une minute,
- egoutter sans laver, et colorer 30 mn au Giemsa.
./. . l
---
-.12-
humide,
- passer le frottis (COU~: par eau albumineuse) aux vapeurs d’acide
. -
osmique, puis fixer au Bouin alcoolique pendant 10 mn,
- laver à l’eau courante et colorer de la même façon que pour les coupes
histologiques.
? ,
IV - CYCLE EVOLUTIF.
Parmi les nombreuses espèces d'&imeria parasites du poulet,
Eimeria tenella est particulièrement bion connue quant à son cycle évolutif,
Il est vrai que sn localisation tres stricte nu niveau des caecums en fait
une espèce très facilement accessible à tous les stades,
L'observation des
diffCrzntcs phases endogènes peut Etre faite par coupos histologiques ot
frottis, compte tenu du temps d’évolution du parasite dans les cellules
h&tes.
Le cycle d'Eimeria tenelln est d6cr.i.t ici à titre d’exemple gEn6rol
-d--P
do développement des Eimeriar
--a. t o u t e s les p h a s e s dessinges o n t Btd obscrvees
personnellement sur coupes et frottis colorés au Pappenheim.
CYCLE
.-I_
Les oocystes cmis dans la nature sporulent en moins de 24 h; ils
sont absorbés par les volailles, passent dans le gésier où l’action mksn-lque
provoque la libération des sporccysttis.
Ceux-ci arrivent au duodénum où ils sont soumis à l’action chimique
du suc pancréatique et de ia bile qui provoquent 1 o 1ibLration des sporozoïtes.
Les sporozoïtes sont cntralnés à leur tour jusqu’aux caecums
( c f . p l a n c h e 1, fig.l-2, 3-4),
-
Le sporozoïtc passe à tra.ers les cellules epitheliales et s :insère
entre la muqueuse et la tunique musculaire. A ce niveau il est phagocytu par
un macrophage qui l’entraîne avec lui dans Les cellules glandulaires; le
parasite envahit la cellule hôte tandis quo Ic macrophagc disparaît.
Toute cette Grcmière partie du cycle se dEroule en 12 h au maximum.
J...
--
,--.--
A) MJLTIPLICATION ASEXUEE.
Le sporozoïte croit dans sa cellule hôte et devient un trophozoïte.
Ce dernier donne un schizonte de lère génération qui renferme un certain
nombre de m8rozoïtes de Ière géneration.
. -
A l'ouverture de In cellule hôte, les mérozoïtcs 1 sont 1ibErCs
dans la lumière et vont parasiter à nouveau une cellule de l'hpithélium glan-
.
dulaire, donnant une 2ème génkction de schizontes avec des mérozoïtcs II,
‘
de forme plus allongk que les mkozoïtes 1. C'est le stade Sème jour.
Le stade schizonte II est très pathogène, le schizonte s'infiltre
3 l'int&rieur de la glnndc et provoque la destruction de tissus avec atteinte
des nerfs, des vaisseaux sanguins, creant des hémorragies locales et des
inflammntions.
Une 3ème gb&ration est observee quelquefois (cf.
- plnnchcs
II-III, fig. 5-6-7-8-9-10).
B) MULTIPLICATION SEXUEE.
Le mérozoïtc II pcnètre dans une cellule Gpithiliale, se d&eloppe
pour donner, soit un macrogamètncyte granuleux et acidophile, soit un micro-
gamètocyke basophilc.
Dans le macrogamètocytc se diffErencie un volumineux mncrogamEte,
tandis que dans le microgamètocyte appornît un très grand nombre de microga-
mètcs biflagellés (&. planche IV, fig. 12-13-14-15-16~.
La fécondation s'effectue dans la cellule h&tc, elle aboutit à la
formation des oocystes qui sont émis à l'extcrieur avec les féces, au 7ème
jour.
Les conditi..:ns d'une bonne sporulation sont :
- tempCrature : 39gC
- humiditi: relative : 75 % minimum
- oxygenation intense.
./. . .
.
-IJ-
LEGENDE DES SCHEMAS
PLANCHE 1
- de l'oocyste au sporozoïte.
l
-
Fig. 1 - oocystc mür, à doublr e n v e l o p p e ; à l'int5riLur une masse cytoplas-
mique i n d i f f brenciée .
F i g . 2 - oocyste sporuli! (4 sporocystes)(remarquer les 2 granules polaires).
c
.
Fig. 3 - sporocyste libre (2 sporozoïtes); prEsence d’un corps de Stieda et
d’un risidu sparocystique.
F i g . 4 - sporozoïte libre, avec un noyau central et un globule refringent.
PLANCHE II - du trophozoïte au m&ozoïtc 1.
F i g . 5 - spnrozoïte dans une cellule hôte.
F i g . 6 - trophozoïte (développement du sporozoïte) (le noyau de la cellule
hôte est 6crasC contre la membrane cytoplasmique).
F i g . 7 - schizonte de Aère génération; remarquer la persistance du globule
kfringent déjà present dans le sporozoïte et le trophozoïtc,
F i g . 8 - m8rozoïtc de Ière gén&ration.
PLANCHE III - 2ème
génération.
F i g . 9 - s c h i z o n t e d e 2ème génbration , p e r t e d u g l o b u l e r&fringent.
F i g . 1 0 - m?rozoïte de 2ème g&nGration, p lus allongd q u e c e u x d e l a Ière
gfineration.
F i g . 1 1 - nérozoïte II dans une cellule epithéliale.
PLANCHE IV - phase sexuée.
F i g . 1 2 - macrogamètocyte en voie de maturation,
F i g . 1 3 - macrogamète à granulations acidophiles,
F i g . 1 4 - microgamètocytc (fines granulations basophiles)y
F i g . 1 5 - n microgamètos en "pelote".
F i g . 1 6 - microgamète biflagell6.
MENSURATIONS
oocyste :
22,96 sur 19,6 microns
schizonte de Ière géncration E 24 sur 17 microns (avec 900 mzroroïtes)
mérozoïtc 1
: 3 microns
schizonte II
: 50 microns de diamètre
m5rozoïte II
: 16 microns
microgamètocyte : 12,4 sur 8,7 microns
macrogamètocyte : = oocyste.
* -
. .
.
3
m-
. *
*
‘
9
10
i
11
-19-
v- LA COCCIDIOSE MALADIE.
. -
.
Le premier problème qui se pose au cours des recherches sur la
*
coccidiosa est l’~tabli.sscment du diagnostic.
.
La coccidiose peut se définir ainsi :“maladic parasitaire due à
l a prkencc d a n s l e s c e l l u l e s é p i t h é l i a l e s d e l ’ i n t e s t i n , d u c a e c u m o u d u
rectum,
de sporozoaires appartenant à la famille des Eimcriidae et du genre
Eimeria, caractérisée par un syndrome dysentériforme avec émissions dior-
rhoiques aqueuses et sanguinolentes “.
Il faut donc pour Etablir le diagnostic de coccidiose que soient
réunies les 3 conditions suivantes :
- prhsence en grand nombre du parasite (critère d’estimation : nombre
è'oxystcs emis par g. de feces),
- lisions tissulaires nettes, surtout au nivcnu do la muqueuse, au niveau
bpithelial les dégâts sont g6neralcment moins importants,
- ht5morragies avec concentration d’éosinophiles sous la muqueuse, nu
nivccu du la zone Parasit&e.
Au sujet des Xsions,
il a éte Etabli au Laboratoire de Pathologie
aviaire de Jouy-en-Josas, une échelle permettant de noter les lésions pnr
ordre d'importance.
Gamme de refbrences :
a) Stade 7ème jour-coccidiose caecale à E.tenclla
0 - pas de lkion, caecums normaux.
l- quelques taches hemorragiques (pétechies ) ou Epaississement ou
amincissement
2- muqueuse hemorragique sans contenu sanglant (muqueuse rouge)
3- muqueuse hémorragique avec contenu légèrement sanglant ou légerc-
ment fibrineux
4- muqueuse fortement hemorragique (ou desquamde) avec contenu son-
glnnt ou très fibrineux (taille normale ou faiblement distendue)
5- muqueuse fortement hemorragique (ou desquamee) avec contenu sen-
glant o u t r è s f i b r i n e u x , caecum fortement distendu par le contenu
b- mort de coccidiose.
J...
-2lJ-
b) Stade 5èmE: jour (stade m;rozoïte II)-coccidiose coccale à Eimerio tenells.
0 - pas de lEsion, caecums norm3ux
1 - amincissemont,
contenu sanguin
2- volume normal Sans amincissement, con tenu sanguinolent , érosion de
la muqueuse
2’- un petit bouchon fibrineux, mais avec 16sions discrètes de la mu-
queuse
3- volume normal, desquamation complète de ln muqueuse, contenu en
boudin sanglant org2nisC au lEgère hypertrophie wec contenu fluide
4- caecums Ggèremcnt distendus, amincis, contenu h6morragiquc orga-
nisé
5- caecums très distendus, contenu sanglant ou coccums nettement dis-
tendus ovcc contenu organis E
6- mort de coccidiose ou très forte hypertrophie avec contenu très
f i b r i n e u x .
Une fiJiS le diagnostic Etabli, il faut entreprendre unu action
cur-tive. Les traitements <actuellement employds ,avec plus ou moins de
succès sont les suivants :
QUINACRINE
Pour!rc cristalline jaune franc, soluble dans l'cnu, prCscnt& en comprimfis
do 1 g et 0,l g.
Chez les bovins et ovins, utilisée pnr voie buccale 3 la
dose dr: 1 g pnr 100 k, e n i!mulsion d a n s l ’ e a u , e n 2 f o i s d a n s l a journee.
Renouveler le traitement 2 à 3 jours de suite. Tenir les animaux à jeun la
veille au snir.
NIVAGUINE
Poudre cristalline blanche, dc saveur très amère, inodore, très soluble dans
l'enu, prhscntee en comprim;:s de 0,30 g. Active contre la coccidiose bovine
à 1~ dose de 1 cg par k et par jour.
Ecraser les comprimes representant la
dose journaliere et les Gmulsionncr dans l'eau tiède à raiscn de 3 comprimes
pnr litre d’eau. La dose sera don&c en 2 fois d.ans la journec. Renouveler
le traiirmént les 2 jours suivants.
SULFAMIDES
Un ccrtain nombre de sulfamides sont actifs contre les coccidics; parmi eux :
1) La sulfadimerazine (Sulfaméthnzinc, Sulfaméznthine, Vertolan)
administrée par voie buccale à la dose initialle de 0,1.5 g par k le promicr
jour, puis demi-dose les 4 jours suivants.
-22-
Ln prhcnte ~:xpkiencc tend 5 mettre en Çcvidence une diff0rcncr: de
sensibilité à In coccidiose entre des "Favcrnlles do couleur clairet1
,
(gktotypc 1) et des "Foverollcs de couleur fonc6e) (genotypc II), d'une
p,?rt dans des conditions normales d'alimentation, d'autre part, en prkcncc
d'unc clrcnce en vitamine A.
L
.
H,ypnthèse : les Fnverollcs font% sont plus scnsiblcs à 12 coccidioso,
leur vit-mine A étant mobilisdc en priarith pour l'hlaborstion du pigment:
.
car+hoZde.
LJ c;ircncc en vitamine A aggrave cotte sensibilité,
Protucole expfhimentnl :
Tout le protocole experimentnl repose sur 1ssXoi.s de rkpartition
statistique; pour no pas entrer d?ns lc ciklsil des ophratitins, disons sim-
plement qu'il consiste à Saliser des Echantillons de populntions,homo~~èncs
cfitrc TU~, Ct rc;:r:'sent3tifs Jr le pnpulatiun 2c ~ii:,?r-L. (c;?nstructii.:n
-"hicl
<<
::jrwmos, calcul drs rn:;yi:nnes et des variantes).
Prhentation des lots
:
-.-* .“.
:
.:
:
:
-!
:
GENOTYPE 1 (clairs) !
GEMOTYPE II (fonc6s)
:
:
:
:
f
:
a-.
:
*-.
:
4
:
Alimentation
i Alimentation carcn- i
:
Alimentation : 4imentation carencki
:
:
standard
:
cEe en vitamine A :
standnrd
i
:
:
en vitmine A
:
:
.
- -
jsains :inoculhs:
:
f
sains :
inoculés : sains
:inoculSs
:
sains :
inoculés
.
:
:
:
:
f
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!
1;
2:
I
3;
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5
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7
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8
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. . . . a.
. . . . . . . . . ...*.... : . . . . . . : . . . . . . . . .
..a.... :
:
:
:
:
.-...* . . . .
:
:
:
:
On a donc au d8part ~5 lots.
Les animwx sont répartis en 2
b-ltterics d' cxp6rimentatian en tenant compte des lois dc distribution
statistique.
On enregistre les donnEes suivantes :
- poids des animaux à 13 jours (dFpart)
- poids des animaux à 20 jours
(fin)
7 jours = dur& du cycle évolutif de Eimeriz tenella
(infestation cxpÊrimentale
: 25.000 oocystes sporulés par animal)
- gzLn de poids individuel
- estimation des lésions individuelles.
./. . .
-2%.
Conclusion :
a -
Lc,s rEsultats obtenus indiquent que chez les F,?verolles fnnck
caroncCs,
les lesions sont plus imp\\lrtantcs; chez les foncés stnndnrd, les
diff0rcnccs sont moins apparentes; l'hypothèse est donc vdrifi5e.
Les Favcrallus foncEs sont plus sensibles à 1~ coccidiosi: coccnlc
.
que les F-:verolles clairs, surtout s'ils sont c;irzncds en vitamine A.
EXPERIENCE II - PropriGtk coccidiostntiques du ZOAF'IX
(coccidiose coecalc à Eimcri,, tenella).
Rusultots de l'experimentation :
l1 Dans les conditions cxpLrimentalcs, le Zocmix (prEm5langc à
25 $ d'ortho-dinitro-toluumide), incorpor6 à l'aliment à raison de 500 g/
tonne, soit 125 ppm de substonca active, a mont& unu nctiviti prhventive
rem,nrquable dans la coccidiosc caecale du poulet.
Cette xtivitc se manifeste en particulier par une inhibition
tc?talo de lz mortalit6 par coccidiose , par lfibsenco dans la mnjoritu des
c?s dlhCmorrngics caecales, par le maintien d'un c:tat gïkeral satisfais:nt
des animaux soumis aux inoculntiuns d'épreuve, et par un ababsement très
impor-tant des lésions caecales.
Les gains de poids dos enimaux infectAs et
trait& au Zoamix sont significativement supSricurs A ceux des térPoins
inoculés.
L'ensemble des critères utilisEs permet en outre de conclure à lo
sup6rioritL du Zosmix sur un coccidiostatiquo de r@f5renco, la Nicnrbazine,
Contrairement n cc qui a 5tL observ6 pour In Nicnrbnzine, lc
Zonmix no semble pas, à 13 dose normale d'utilis*otion, avoir d'cffet toxique
sur les animaux '?
EXPERIENCE
III - Prcpridtés coccidiostatiqwsde 1RMPROLIUM
(coccidiose cciec:~lc à Eimeria tenella)
Rbsultats de l'expérimentation :
If L'Amprolium ajout6 aux aliments pour poulets de chair,à raison do
125 wm, assure une excellente protection vis-à-vis de la coccidiose cnccale
à Eimerir! tonelln.
Cette activiti pkventivc sc treduit notommcnt :
J...
-.._-.
-24-
- par I'absencc de mortalité par coccidioso chez lesatimaux fortcmcn-t
contamin&s,
J
-
- par une inhibition remarquable des Xsions cnccnles,
- pqr une roduction très marquk de la multiplication du parasite,
- par le maintien d'une crnissLlnce
et d'un taux de conversion alimcntairc
identiques aux sujets non inoculus.
.
Cette activité semble se manifester au wurs du cycle par::sitF,irc,
av.znt ou au dabut de la formation de lq seconde g07érntion do merozcï-tes.
La supplémentatirrn nlimentairc par lAmpr3lium permet ,chcz 1~s
animaux contamin&s,l'utablissement d'unt: résistance Tcquise à la rcinfcctii>n.
Cette résistance est au moins égale, sinon supérieure, à l'immunit5 naturelle
mais elle semble pmcoder d'une wtra nature et n'est pus lii:e à l'inhibiikn
des Elcments parasitaires. Elle SC traduit, en outre, p"r une gugrison
plus ccmplète que celle des tomoins corrcspondwts.
Chez les poulets non
contnmin66, 1'Amprolium ne modifie ni 1~ croissance pondér-r?le, ni le taux
de conversion alimentaire. A la dose considerée, aucun signe de toxicité
n'est zppnru chez les sujets soumis de façon continue 3 1~ supplhmentZ?tiont
L'analogie structurale de 1'Amprnlium nvcc la thiamine oblige
ccpcndant =I~X &Serves d'usage quant à Iak~xicitG à long terme du prt::duit
avant que des donnbes plus complètes soient disponibles 3 ce point de vue,
et notamment dans le cris d'une administration & des doses supérieures à
celle pr&entement utilis6e".
2
.
Les expériences II et III ont ét2 donn6es à titre de document de
base. Lcskanclusions rapport6cs sont tir6es des notes du doctar-vEtGrinni&
J. AYCARDI, Directeur du Laboratoire de Pathologie aviaire (Jouy-en-Joscs),
VII - MATERIEL SPECIAL.
.
Outre le matSrie classique d'un lnbiratoire de biologie : vorrc-.
rie, matériel d'histologie et produits chimiques courants, la monipulotion
des coccidies nkessitc un mntkicl spdcial et exclusif.
Le tableau suivant donne la lista des appnreils absolument
indispensables pour le d6mzrrage des travaux de recherche.
./. . .
-25-
L
-
4 c e l l u l e s d e THDMA
. . . . . . . .
numGration des nncystes
i broyeur mkanique NEC rhéostat
broyage des excrements
,
1 centrifugeuse (tubes en plastique)
isolement des cocystes
1 étuve à 3floc
. . . . . . . . . . . . . . . .
spnrulation
1 EtuveàlOO~C
. . . . . . . . . . . . . .
sthY.J.isation
1 balance TrEbuchet
. . . . . . . . . .
pesée des oxcr6mcnts
1 rEfrig&atcur
. . . . . . . . . . . . . . .
conservation dos swches
2 tubes de POTER
. . . . . . . . . . .
broyage des oncystes
1 platine chauffante (de microscope) exystation
1 microscope complet (immersion,
tubo 3 dessiner, micromètres)
observntions morphologiques et
i biologiques.
1 gh?rateur de vapeur
. . . . . . .
desinfection dns locaux d ’ cxp&ricnccs.
-- -- --+-
-26-
C O N C L U S I O N
A la suite de ce stsgc de spécialisntion, des travaux de
recherches vont être entrepris au SénEgnl, dans les principales regions
d'&wnge où sévit la coccidiose.
Ce seront, sur le terrain, des enquêtes épidémiologiques pnr
examens coprologiques, avec autopsies et étude des lesions aux abattoirs;
au laboratoire, l'étude du ou des parasites en cause, avec détermination
sphcifique, établissement du cycle évolutif, locclisn-cion et importnnce
des Gsions.
Les recherches sur les coccidiostnts efficaces seront poursuivies
pûrnllèlement.
REIVIERCIEMENTS.
Je tiens à exprimer mi: sincère gratitude 3 Monsieur le Docteur-
vetérinnire J. AYCARDI, Directeur du Laboratoire de Pathologie aviaire du
C.N.R,Z., à J o u y - e n - J o s a
, s .
qui m'a accucllli dans son service, et m'a si
justement conseillé durant ce stage.
Je prie Monsieur le Docteur-vetérinnire PAGOT, Directeur de
l’Institut d’élevage et de mddecine vétérinaire des peys tropicaux, et
Nonsicur le Docteur-vétérinaire ORUE, Directeur du Laboratoire national de
recherches vétfirinaires de Dakar, d'accepter mes très vifs remcrciemei~ts
pour les facilités qu’ils m'ont accordées en me permcttnnt d'effectuer ce
stage d e s p é c i a l i s a t i o n .
.
.
--