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“2um 597 j- :, ..‘*
,> &i z,,
Rev. Ele M . vét. Pays trop., 1976, 29 (4) : 305-308.
~
k-
Méthodes de conservation de la population
microbienne du rumen in vitro
par J. BLANCOU (*)
(avec la collaboration technique de A. NDOYE et A. NIANG)
Des expériences ont été effectuées visant à définir les meilleures méthodes
de conservation de la microflore du rumen, dans le but de la réutiliser ensuite
pour améliorer la digestibilité lors de changement de régime alimentaire.
Les tests concernaient la conservation : à - 196”, à - 70° avec 10 p. 100
de glycérol, par lyophilisation, par réfrigération, par dessiccation à 370 par
congélation à - 20°.
D’après le nombre de bactéries survivantes et leur capacité de production
d’acides gras volatils, seule la dernière méthode semble à la fois la plus efficace
et la plus pratique.
Les phénomènes de pré-digestion des aliments
méthodes de conservations, nous avons entrepris
par les microbes vivant dans la panse des rumi-
ce travail.
nants revêtent, chez ces animaux, une impor-
Son but était essentiellement de définir la
tance vitale. C’est grâce à leur présence que les
meilleure technique de conservation utilisable
ruminants sont capables d’utiliser des aliments
au cours de nos recherches en microbiologie
indigestibles pour la majorité des autres espèces
du rumen, quoiqu’une telle méthode puisse
(cellulose) ou inassimilables pour elles (azote
être éventuellement envisagée pour faciliter
non protéique).
le sevrage ou l’adaptation à tout autre change-
De nombreux travaux ont démontré que ces
ment de régime chez les ruminants.
I
phénomènes étaient essentiellement d’origine
bactérienne, les protozoaires ciliés ayant un
!
rôle moindre, probablement non indispensable,
MATÉRIEL ET MÉTHODES
:
et indirect (3,4,6).
Cette microflore bactérienne est capable de
Pour obtenir des résultats comparables, nous
avons toujours utilisé le contenu liquide du
s’adapter, dans un délai variant de quelques
heures à plusieurs semaines (IO), à tout change-
rumen du même animal donneur : un zébu
ment de régime des ruminants-hôte.
Gobra (Sénégal) muni d’une fistule permanente
et alimenté au même régime (fane d’arachide).
Faute de pouvoir disposer en permanence
de microflores fraîches adaptées à tel ou tel
Parmi les méthodes de conservation, nous
n’avons retenu que celles concernant la micro-
régime, il apparaît donc utile de pouvoir en
conserver des échantillons : ne trouvant décrite
flore (bactéries) et non la microfaune (proto-
ailleurs aucune étude générale sur de telles
zoaires ciliés), trop fragile. Ces méthodes sont :
la dessiccation,
(*) Laboratoire national de 1’Elevage et de Recherches
l’action des basses températures,
v&rinaires, B. P. 2057, Dakar-Hann (Sénégal).
la lyophilisation.
- 305 -
Pour apprécier 1 ‘eflicacité des méthodes
substrats les plus classiques (le glucose et la
employées, nous avons fait appel à deux sortes
cellulose à 1 p. lOO), avant et après conserva-
de techniques :
tion. Le taux de ces acides gras volatils est
- le dénombrement des bactéries survivantes,
déterminé par chromatographie en phase gazeuse.
- la mesure de l’activité métabolique de
La valeur de cette production est jugée par
ces bactéries.
rapport à un témoin incubé sans substrat
additionnel. La différence, exprimée en pour-
Méthodes de conservation
centage, entre le taux d’acides gras volatils
produits avant et après conservation donne une
- Dessiccation : Nous avons choisi la
idée de la réduction de l’activité du métabolisme
méthode la moins éprouvante pour les bactéries
des bactéries soumises à cette conservation.
et la plus pratique, c’est-à-dire la dessiccation
progressive à 37”.
- Action des basses températures : Quatre
RESULTATS
températures ont été appliquées au prélève-
ment : 4”, - 20”, - 70” et - 196” (azote
Les résultats des différentes analyses effec-
liquide) avec addition éventuelle de glycérol.
tuées sur le prélèvement sont rapportées aux
Le prélèvement est constitué par 100 ml de
tableaux suivants, indiquant les valeurs, avant
jus de rumen.
et après conservation, pour les quatre tech-
- Lyophilisation
niques étudiées.
: Le prélèvement est sou-
mis à une lyophilisation en flacon bouché
0 Pour les numérations, les variations sont
sous azote, après addition d’un substrat tam-
indiquées par le nombre des pertes d’éléments
ponné classique.
revivifiables.
l Pour la production d’acide gras volatils,
Appréciation de l’efficacité des méthodes de
les variations sont indiquées en pourcentage
conservation
de perte d’activité moyenne en présence du
substrat étudié.
- Dénombrement des bactéries survivantes
Ce dénombrement se fait simultanément en
anaérobiose stricte et en aéro-anaérobiose.
CONCLUSION - DISCUSSION
- Anaérobiose stricte : le jus de rumen,
avant et après conservation, est dilué et ense-
La lecture des tableaux 1 et II nous suggère
mencé en anaérobiose selon la technique de
les observations suivantes :
HUNGATE (6) adaptée par BRYANT et
ROBINSON.
1) D’après le nombre des bactéries revivi-
Les dilutions 10-7 et 10-8 sont incubées à jiables, les plus efficaces des méthodes de
39” en « Roll-tubes » sous Co2, les colonies
conservation devraient se classer dans l’ordre
dénombrées à la loupe après 7 jours.
suivant (au 8” jour).
- Aéro-anaérobiose :
a) conservation dans l’azote liquide,
les dilutions précé-
dentes seront ensemencées en masse dans la
b) conservation à - 70” en présence de
gélose d’une boîte de Petri incubée aussi à 39”.
10 p. 100 de glycérol,
La valeur des numérations est ensuite compa-
c) conservation par lyophilisation en substrat
rée, avant et après conservation, par les diffé-
tamponné,
rentes techniques.
d) conservation à - 20”,
Appréciation de l’activité métabolique des bac-
e) conservation par dessiccation à + 37” (*).
téries survivantes
Nous n’avons retenu comme critères de
2) D’après les variations dans la production
cette activité résiduelle, que celle de la produc-
d’acides gras volatils, le classement devient :
tion d’acides gras volatils, en présence de deux
a) conservation à - 20”,
- 306 -
TABLEAU No I-Variation du nombre de bactéries et de leur activité au huitième jour.
umération des bactéries
aéra-anaérobies (par ml)
Numération des bactéries
anaérobies stricts (par ml)
Production d’acides gras
N
2 8
2 8
2 8
volatils en présence de
1 p.100 de Glucose (g/l).
A Perte d’activité
Perte d’activité Perte d’activité
de 80 à lOOp.100
de 19 à 54 p.100 de 31 à 69 p.100
Production d’acides gras
N
2 8
2 8
2 8
volatils en présence de
1 p.100 de cellulose (g/l)
A Perte d’activité
Perte d’activité Perte d’activité
de 80 à lOOp.100
de 67 à 95 p.100 de 67 à 95 p.100
N = Nombre d’observations total ; A = Variation avant et après conservation (intervalles à P < 0,05).
TABLEAU N’II-Variation du nombre de bactéries aéra-anaérobies du 8e au 180e jour.
N
28
4
4
4
4
- zoo
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
loL8 à
102 à
loL9 _
102S5 à
103P2 à
A
102s5
lo2*6
lo2Y7
103
104S1
N
5
4
4
'_
4
4
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
- lYO
lol à
101 à
101 à
101S5 à
lo1,8 .
A
101, 2
101D2
10193
10, 2
lo2Y5
N
5
4
4
4
4
4
4
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Lyophilisation
101s2 à
lol,5 _
101S3 à
lol,* à
102,1 à
102 à
102S5 à
lo212
A
101S8
lo2,1
lo2*5
102D8
102*g
103, 5
b) conservation à - 70” en présence de
à mettre en œuvre et la moins onéreuse, tout
10 p. 100 de glycérol,
en restant l’une des plus efficaces.
c) dessiccation à + 37” (*).
Ces résultats confirment les règles générales
établies
sur la conservation des cellules
3) En pratique : Ce serait donc la conserva-
vivantes (7) et en particulier certaines analyses
tion à - 20° qui serait à la fois la plus facile
de microflores du rumen desséchées (5, 6, 9)
réfrigérées (1) ou lyophilisées (8) ainsi que les
valeurs déterminées chez d’autres zébus tro-
(*) On remarquera que, dans les deux types d’analyses,
nous avons écarté les résultats concernant la
picaux (2).
conserva-
tion à + 4O. On peut en effet constater qu’elle autorise le
On constatera que, même en utilisant la
développement d’une « seconde vague » bactérienne,
protéolytique, qui bouleverse totalement l’équilibre
meilleure méthode, la perte en micro-organismes
original et rend l’échantillon inutilisable.
reste très élevée (puisqu’elle peut dépasser
- 307 -
99 p. 100) de même que celle de son potentiel
lorsqu’ils n’ont pas corrigé les doses employées
enzymatique (puisqu’elle peut atteindre 95 p. 100
par rapport aux doses de microflore fraîche
dans le cas de la cellulolyse). Ceci limite, à normalement requises.
l’évidence, l’efficacité des échantillons traités.
La solution logique serait, soit d’augmenter
On conçoit que l’emploi d’inoculum conservé
la quantité de microflore conservée, soit de
(par dessiccation en particulier) ait conduit
lui permettre de se remultiplier in vitro (dans
beaucoup d’expérimentateurs à des déboires
un milieu de culture convenable) avant emploi.
S U M M A R Y
Methods for conserving rumen micro-organisms in vitro
Experiments were conducted to determine the best methods for conserving
rumen microflora, in order to reuse it to improve digestibility when diet is
modified. Tests were made on conservation by freezing at - 196 OC, at - 70 OC
with 10 p. 100 glycerol, freeze-drying, refrigeration at 4 OC, drying at 37 OC
and freezing at - 20 OC.
Because of the number of surviving bacteria and their ability to produce
volatil fatty acids, the last method alone seems to be at the same time efficient
and practical.
RESUMEN
Metodos de conservation in vitro de la poblacion microbiana de la panza
Se efectuaron experiencias para determinar 10s mejores metodos de conser-
vacion de la microflora de la panza con el fin de utilizarla de nuevo para mejorar
la digestibilidad cuando se cambia de regimen alimenticio.
Las pruebas concernian la conservation a 196O ; a - 70° con 10 p. 100
de glicerol, por liofilizacion, por refrigeracion, desecacion a 370, por congela-
cion a - 20°.
Segt’m et numero de bacterias supervivientes y su capacidad de produc-
cion de acides grasos volatiles, solo el ultime método parece a la vez el muy
eficaz y el muy practico.
BIBLIOGRAPHIE
1. BLADEN (H. A.), DOETSCH (R. N.). Physiolo-
6. HUNGATE (E. R.). The rumen and its microbes.
gical activities of rumen mixed ce11 suspensions.
New York, Academic Press, 1966.
J. Agric. Food Chem. 1959 (7) : 191-194.
7. MAZUR (A.). Physical and chemical basis of injury
2. BLANCOU (J.), RAZAFINDRAMANANA (J.).
in simple-celled micro-organisms subjected to freezing
Contribution à l’étude de la oooulation microbienne
and thawing in cryobiology. New York, Academic
des zébus malgaches. Rev. El.&.-Méd. vét. Pays trop.,
Press, 1966.
1974. 27 (3) : 265-269.
8. PHILLIPS (B. A.), LATHAM (M. J.), SHARPE (M.
3. BONHOMME-FLORENTIN (A.). -- Les ciliés oli-
E.). A method for freeze-drying rumen bacteria and
gotriches, les bactéries du rumen et la digestion de la
other strict anaerobes. J. Appl. Bu~t., 1975, 38 (3) :
cellulose. Protistologica, 1970, 6 (4) : 383-388.
319-322.
4. EADIE (J. M.), GILL (J. C.). The effect of the
9. TUTTOBELLO (L.), VALFRE (F.), MACRT (A.).
absence of rumen ciliate protozoa on growing lambs
Controllo d’ell’attivite e osservazioni sulla flora
fed on a roughage-concentrate diet. Brit. Jr NI&.,
microbica di campioni di contenuto del rumine essi-
1971, 26 (2) : 155-167.
cato. Att. Soc. itul. Sci. vet. 1967 (21) : 481-484.
5. EDDS (G. T.), KIRKHAM (W. W.), WANG (Y.),
10. WOLTER (R.). L’azote non protéique dans l’ali-
HOLDEN (C. A.). Viability of rumen bacteria. Vet.
mentation des ruminants. Rev. Méd. vét., 1974.
Med., U. S. A., 1968, 63 (1) : 50-52.
125 (6) : 761-779.
Imprimé en France. - Imp. JOUVE, lï. rue du Louvre. ï5001 Paris
,> &i z,,
Rev. Ele M . vét. Pays trop., 1976, 29 (4) : 305-308.
~
k-
Méthodes de conservation de la population
microbienne du rumen in vitro
par J. BLANCOU (*)
(avec la collaboration technique de A. NDOYE et A. NIANG)
Des expériences ont été effectuées visant à définir les meilleures méthodes
de conservation de la microflore du rumen, dans le but de la réutiliser ensuite
pour améliorer la digestibilité lors de changement de régime alimentaire.
Les tests concernaient la conservation : à - 196”, à - 70° avec 10 p. 100
de glycérol, par lyophilisation, par réfrigération, par dessiccation à 370 par
congélation à - 20°.
D’après le nombre de bactéries survivantes et leur capacité de production
d’acides gras volatils, seule la dernière méthode semble à la fois la plus efficace
et la plus pratique.
Les phénomènes de pré-digestion des aliments
méthodes de conservations, nous avons entrepris
par les microbes vivant dans la panse des rumi-
ce travail.
nants revêtent, chez ces animaux, une impor-
Son but était essentiellement de définir la
tance vitale. C’est grâce à leur présence que les
meilleure technique de conservation utilisable
ruminants sont capables d’utiliser des aliments
au cours de nos recherches en microbiologie
indigestibles pour la majorité des autres espèces
du rumen, quoiqu’une telle méthode puisse
(cellulose) ou inassimilables pour elles (azote
être éventuellement envisagée pour faciliter
non protéique).
le sevrage ou l’adaptation à tout autre change-
De nombreux travaux ont démontré que ces
ment de régime chez les ruminants.
I
phénomènes étaient essentiellement d’origine
bactérienne, les protozoaires ciliés ayant un
!
rôle moindre, probablement non indispensable,
MATÉRIEL ET MÉTHODES
:
et indirect (3,4,6).
Cette microflore bactérienne est capable de
Pour obtenir des résultats comparables, nous
avons toujours utilisé le contenu liquide du
s’adapter, dans un délai variant de quelques
heures à plusieurs semaines (IO), à tout change-
rumen du même animal donneur : un zébu
ment de régime des ruminants-hôte.
Gobra (Sénégal) muni d’une fistule permanente
et alimenté au même régime (fane d’arachide).
Faute de pouvoir disposer en permanence
de microflores fraîches adaptées à tel ou tel
Parmi les méthodes de conservation, nous
n’avons retenu que celles concernant la micro-
régime, il apparaît donc utile de pouvoir en
conserver des échantillons : ne trouvant décrite
flore (bactéries) et non la microfaune (proto-
ailleurs aucune étude générale sur de telles
zoaires ciliés), trop fragile. Ces méthodes sont :
la dessiccation,
(*) Laboratoire national de 1’Elevage et de Recherches
l’action des basses températures,
v&rinaires, B. P. 2057, Dakar-Hann (Sénégal).
la lyophilisation.
- 305 -
Pour apprécier 1 ‘eflicacité des méthodes
substrats les plus classiques (le glucose et la
employées, nous avons fait appel à deux sortes
cellulose à 1 p. lOO), avant et après conserva-
de techniques :
tion. Le taux de ces acides gras volatils est
- le dénombrement des bactéries survivantes,
déterminé par chromatographie en phase gazeuse.
- la mesure de l’activité métabolique de
La valeur de cette production est jugée par
ces bactéries.
rapport à un témoin incubé sans substrat
additionnel. La différence, exprimée en pour-
Méthodes de conservation
centage, entre le taux d’acides gras volatils
produits avant et après conservation donne une
- Dessiccation : Nous avons choisi la
idée de la réduction de l’activité du métabolisme
méthode la moins éprouvante pour les bactéries
des bactéries soumises à cette conservation.
et la plus pratique, c’est-à-dire la dessiccation
progressive à 37”.
- Action des basses températures : Quatre
RESULTATS
températures ont été appliquées au prélève-
ment : 4”, - 20”, - 70” et - 196” (azote
Les résultats des différentes analyses effec-
liquide) avec addition éventuelle de glycérol.
tuées sur le prélèvement sont rapportées aux
Le prélèvement est constitué par 100 ml de
tableaux suivants, indiquant les valeurs, avant
jus de rumen.
et après conservation, pour les quatre tech-
- Lyophilisation
niques étudiées.
: Le prélèvement est sou-
mis à une lyophilisation en flacon bouché
0 Pour les numérations, les variations sont
sous azote, après addition d’un substrat tam-
indiquées par le nombre des pertes d’éléments
ponné classique.
revivifiables.
l Pour la production d’acide gras volatils,
Appréciation de l’efficacité des méthodes de
les variations sont indiquées en pourcentage
conservation
de perte d’activité moyenne en présence du
substrat étudié.
- Dénombrement des bactéries survivantes
Ce dénombrement se fait simultanément en
anaérobiose stricte et en aéro-anaérobiose.
CONCLUSION - DISCUSSION
- Anaérobiose stricte : le jus de rumen,
avant et après conservation, est dilué et ense-
La lecture des tableaux 1 et II nous suggère
mencé en anaérobiose selon la technique de
les observations suivantes :
HUNGATE (6) adaptée par BRYANT et
ROBINSON.
1) D’après le nombre des bactéries revivi-
Les dilutions 10-7 et 10-8 sont incubées à jiables, les plus efficaces des méthodes de
39” en « Roll-tubes » sous Co2, les colonies
conservation devraient se classer dans l’ordre
dénombrées à la loupe après 7 jours.
suivant (au 8” jour).
- Aéro-anaérobiose :
a) conservation dans l’azote liquide,
les dilutions précé-
dentes seront ensemencées en masse dans la
b) conservation à - 70” en présence de
gélose d’une boîte de Petri incubée aussi à 39”.
10 p. 100 de glycérol,
La valeur des numérations est ensuite compa-
c) conservation par lyophilisation en substrat
rée, avant et après conservation, par les diffé-
tamponné,
rentes techniques.
d) conservation à - 20”,
Appréciation de l’activité métabolique des bac-
e) conservation par dessiccation à + 37” (*).
téries survivantes
Nous n’avons retenu comme critères de
2) D’après les variations dans la production
cette activité résiduelle, que celle de la produc-
d’acides gras volatils, le classement devient :
tion d’acides gras volatils, en présence de deux
a) conservation à - 20”,
- 306 -
TABLEAU No I-Variation du nombre de bactéries et de leur activité au huitième jour.
umération des bactéries
aéra-anaérobies (par ml)
Numération des bactéries
anaérobies stricts (par ml)
Production d’acides gras
N
2 8
2 8
2 8
volatils en présence de
1 p.100 de Glucose (g/l).
A Perte d’activité
Perte d’activité Perte d’activité
de 80 à lOOp.100
de 19 à 54 p.100 de 31 à 69 p.100
Production d’acides gras
N
2 8
2 8
2 8
volatils en présence de
1 p.100 de cellulose (g/l)
A Perte d’activité
Perte d’activité Perte d’activité
de 80 à lOOp.100
de 67 à 95 p.100 de 67 à 95 p.100
N = Nombre d’observations total ; A = Variation avant et après conservation (intervalles à P < 0,05).
TABLEAU N’II-Variation du nombre de bactéries aéra-anaérobies du 8e au 180e jour.
N
28
4
4
4
4
- zoo
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
loL8 à
102 à
loL9 _
102S5 à
103P2 à
A
102s5
lo2*6
lo2Y7
103
104S1
N
5
4
4
'_
4
4
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
- lYO
lol à
101 à
101 à
101S5 à
lo1,8 .
A
101, 2
101D2
10193
10, 2
lo2Y5
N
5
4
4
4
4
4
4
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Perte de
Lyophilisation
101s2 à
lol,5 _
101S3 à
lol,* à
102,1 à
102 à
102S5 à
lo212
A
101S8
lo2,1
lo2*5
102D8
102*g
103, 5
b) conservation à - 70” en présence de
à mettre en œuvre et la moins onéreuse, tout
10 p. 100 de glycérol,
en restant l’une des plus efficaces.
c) dessiccation à + 37” (*).
Ces résultats confirment les règles générales
établies
sur la conservation des cellules
3) En pratique : Ce serait donc la conserva-
vivantes (7) et en particulier certaines analyses
tion à - 20° qui serait à la fois la plus facile
de microflores du rumen desséchées (5, 6, 9)
réfrigérées (1) ou lyophilisées (8) ainsi que les
valeurs déterminées chez d’autres zébus tro-
(*) On remarquera que, dans les deux types d’analyses,
nous avons écarté les résultats concernant la
picaux (2).
conserva-
tion à + 4O. On peut en effet constater qu’elle autorise le
On constatera que, même en utilisant la
développement d’une « seconde vague » bactérienne,
protéolytique, qui bouleverse totalement l’équilibre
meilleure méthode, la perte en micro-organismes
original et rend l’échantillon inutilisable.
reste très élevée (puisqu’elle peut dépasser
- 307 -
99 p. 100) de même que celle de son potentiel
lorsqu’ils n’ont pas corrigé les doses employées
enzymatique (puisqu’elle peut atteindre 95 p. 100
par rapport aux doses de microflore fraîche
dans le cas de la cellulolyse). Ceci limite, à normalement requises.
l’évidence, l’efficacité des échantillons traités.
La solution logique serait, soit d’augmenter
On conçoit que l’emploi d’inoculum conservé
la quantité de microflore conservée, soit de
(par dessiccation en particulier) ait conduit
lui permettre de se remultiplier in vitro (dans
beaucoup d’expérimentateurs à des déboires
un milieu de culture convenable) avant emploi.
S U M M A R Y
Methods for conserving rumen micro-organisms in vitro
Experiments were conducted to determine the best methods for conserving
rumen microflora, in order to reuse it to improve digestibility when diet is
modified. Tests were made on conservation by freezing at - 196 OC, at - 70 OC
with 10 p. 100 glycerol, freeze-drying, refrigeration at 4 OC, drying at 37 OC
and freezing at - 20 OC.
Because of the number of surviving bacteria and their ability to produce
volatil fatty acids, the last method alone seems to be at the same time efficient
and practical.
RESUMEN
Metodos de conservation in vitro de la poblacion microbiana de la panza
Se efectuaron experiencias para determinar 10s mejores metodos de conser-
vacion de la microflora de la panza con el fin de utilizarla de nuevo para mejorar
la digestibilidad cuando se cambia de regimen alimenticio.
Las pruebas concernian la conservation a 196O ; a - 70° con 10 p. 100
de glicerol, por liofilizacion, por refrigeracion, desecacion a 370, por congela-
cion a - 20°.
Segt’m et numero de bacterias supervivientes y su capacidad de produc-
cion de acides grasos volatiles, solo el ultime método parece a la vez el muy
eficaz y el muy practico.
BIBLIOGRAPHIE
1. BLADEN (H. A.), DOETSCH (R. N.). Physiolo-
6. HUNGATE (E. R.). The rumen and its microbes.
gical activities of rumen mixed ce11 suspensions.
New York, Academic Press, 1966.
J. Agric. Food Chem. 1959 (7) : 191-194.
7. MAZUR (A.). Physical and chemical basis of injury
2. BLANCOU (J.), RAZAFINDRAMANANA (J.).
in simple-celled micro-organisms subjected to freezing
Contribution à l’étude de la oooulation microbienne
and thawing in cryobiology. New York, Academic
des zébus malgaches. Rev. El.&.-Méd. vét. Pays trop.,
Press, 1966.
1974. 27 (3) : 265-269.
8. PHILLIPS (B. A.), LATHAM (M. J.), SHARPE (M.
3. BONHOMME-FLORENTIN (A.). -- Les ciliés oli-
E.). A method for freeze-drying rumen bacteria and
gotriches, les bactéries du rumen et la digestion de la
other strict anaerobes. J. Appl. Bu~t., 1975, 38 (3) :
cellulose. Protistologica, 1970, 6 (4) : 383-388.
319-322.
4. EADIE (J. M.), GILL (J. C.). The effect of the
9. TUTTOBELLO (L.), VALFRE (F.), MACRT (A.).
absence of rumen ciliate protozoa on growing lambs
Controllo d’ell’attivite e osservazioni sulla flora
fed on a roughage-concentrate diet. Brit. Jr NI&.,
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