INSTITUT SENEGALAIS DE RECHERCHES AGRICOLES (1 ...
INSTITUT SENEGALAIS DE RECHERCHES
AGRICOLES (1 .S.R.A.)
_.~-_---C------I------
LABORATOIRE NATIONAL DE L’ELEVAGE
ET DE RECHERCHES VETERINAIRES
I.A
DAKAR-HANN
METHODES SIMPLES DE COPROSCOPIE PARASITAIRE
POUR LES RUMINANTS DE L’AFRIQUE DE L’OUEST
Par G. VASSILIADES’
R E F . No 117/PARASlTOL.
NOVEMBRE 1985
NOTE TECHNIQUE
METHODES SIMP&ES DE COPROSCOPIE FARASITAIRE
POUR LES RUMINANTS DE L’AFRIQUE DE L’OUEST
P a r G. VASSILIADES*
L’analyse coprologique apporte des renseignements ind spensab I es pour
confirmer ou infirmer un diagnostic clinique. En effet,,el
e permet, par la
recherche et l’identification des oeufs d’helminthes et de coccidies, de
connaître la nature et la gravité de ces parasitoses chez I ‘anima t porteur
sain ou malade.
Des méthodes de plus en plus performantes et coûteuses sont employées
dans les centres de recherches spécialisés. Cependant, il reste toujours
très utile de pouvoir réaliser sur le terrain, avec peu de moyens, des ana-
lyses quand même assez précises pour permettre un diagnostic rapide et juste.
L’objet de cette note est de proposer des méthodes simples de copros-
copie à l’intention des vétérinaires et des techniciens de Igélevage tra*
vaillant sur le terrain et disposant de faibles moyens.
Les analyses coprologiques sont utilisées.soit dans le cadre d’enqu&tes
épidémiologiques, soit pour établir un diagnostic. Ii s’agit donc, soit
d’une série d’analyses sur un echantillonnage représentatif d’un troupeau
ou d’une région, soit dsune analyse ponctuelle portant sur un animal suspect.
Dans tous les cas, la méthodologie reste la même, à savoir :
1°) - le prélèvement
ZO) - la conservation
3O) - l’analyse coprologique
4*1 - l’identification des parasites par leurs oeufs.
* Chef du service de Parasitologie m- Laboratoire National dc I?Elcvage et
de Recherches Vétérinaires (I.S.R.A.)
- B.P. 2057 DAKAR-HANN. Sdnégaf
- 2 -
1°)
- Le pré I èvement
II peut être fait à la main,soit sur des fèces frais tombés au sol, *
soit directement dans le rectum de l’animal si possible avec des gants.
2O 1 - La conservation des féces
La fixation des fecés est indispensable quand on ne peut pratiquer
l’analyse dans les heures qui suivent le prélèvement, car les oeufs présents
dans les fèces évoluent #-t-ès rapidement en larves et échappent à l’analyse.
Pour cela, on peut conserver le prélèvement de f&cQs conditionné dans un
flacon, dans un réfrlgerateur
ou dans une glacière; ou bien dans une solution
formolée à 5-10 ‘$ qui permet de conserver les ièç6s pendant plusieurs mois.
Dans tous les cas, les f$cCs seront conditionnés dans un flacon herk-
i
tiquement clos et portant les coordonnées du prélevement ou un numéro de
réf é rente.
3O 1 -* L’analy_se coprologique
-I.
-._ -
3.1 - L’éxamen d i rect
Prélever une très petite quantité de matière fécale et la
déposer sur une I ame avec 2 ou 3gouttc:s tir ?au. Avec I e coin d’une lame,
triturer la préparation pour la rendre homogène et transparente. Recouvrir
avec une lamelle. Observer au microscope au faible grossissement (objectif 10).
Les oeufs observés à l’examen direct indiquent une infestation importante ;
dans le cas contrai re,
Ilabsence d’oeufs ne permet pas de conclure. II est
alors nkzsssi 1-2 U*zvoi ;- recours à des mStko<û s de concentration ou d’enri-
chissement.
3 . 2 - L’examen avec concentration des oeufs
-~
3.2.1
- Méthode par flottai son
3.2.2 - Méthode par sédimentation
.*. /
*..
-3-
3.2.1 - Méthode bar flottaison
L’utilisation d’une soluiion dense permet d’obtenir en
surface la concentration des oeufs les plus “/égersc9 (oeufs de Nématodes,de
Cestodes et de Coccidies).
A partir du prelèvement frais ou fixé, mettre dans un bécher ou tout
simplement dans un récipient équivalent, environ 50 cc de fkés et un volu-
me dveau égal. A l’aide d’une baguette, dsun pilon ou de tout autre instru-
ment disponible, bien mélanger jusqu’
!II l ’ o b t e n t i o n d ’ u n e s o l u t i o n l i q u i d e
homogcne. Fi Itrer cette solution à travers un tamis ou un carré de gril loge
assez fins pour éliminer les éléments vegétaux indésirables. Pour rsaliser
la flottaîson, on peut utiliser soit un erlenmeyer, soit un tube à essais
maintenu droit dans un support, soit tout autre récipient équivalent. Dans
tous les cas, on mélange une partie du filtrat (1/5) avec la solution de
concentration (4/5) qui peut être une solution aqueuse saturée de sel ou de
sucre.
L’er! enmeyer est a lors rempl i à ras-bord et une -lame déposée sur I ‘ou-
verture du goulot sans bulles dvair afin que la solution vienne en contact
direct avec la lame. Après 30 à 60 minutes,
I es oeufs, sont concentrés à la
surface et adhérent à la lame. On retire a lors la lame. que I ‘on retourne
délicatement pour ne pas perdre la partie qui reste collée à la lame dans
laquelle se trouvent les oeufs. Recouvrird’une lame1 le ctobserver au micros-
cope, au faible grossissement.
3.2.2 - Méthode par sédimentation
On utilise de l’eau ordinaire pour obtenir une sédimen-
t a t i o n ; les oeufs “lourds” sont concentrés dans un culot de sédimentation
(oeufs de Tr+tc\\rfnc et cor-tains oeufs de Ncmatodes de grandes tailles :
By.ystomum, Gaigaria, Toxomm~.
. . . / ..*
On procède de la même manière que pour la flottaison jusqu’à Ifobten-
tion du fil-l-rat. Pour realiser la sedimentation,
on utilise si possible un
verre à pied, mais un tube B essais ou un verre à base etroite peuvent con-
ven i r.
On mélange une partie du fil-l-rat (1/5) à lseau du robinet (4/5) et on
laisse la décantation se faire pendant 30 à 60 minutes. Apri;s ce temps, pren-
dre à I’afde d’une pipette une goutte dans le culot de sédimentation après
une très légère remise en suspension. Déposer sur une lame et recouvrir
d’une lamelle. Observation au microscope à faible grossissement.
Ces 2 méthodes sont complémentaires et doivent être pratiquées conjoin-
tement, à partir du même f i Itrat, on peut mettre en place en même temps,
la flottaison et la sédimentation.
L’observation microscopique devant évidemment porter sur les 2 prépara-
t ions.
4O) - L’identification des parasites par leurs oeufs.
Les principaux oeufs que l’on rencontre habituellement chez les
Ruminants de l’ouest-africain sont figurés dans cette note, à une même échel-
1%
ce qui permet des comparaisons immédiates sur la tail leet ia forme des
oeufs.
.
On distingue assez facilement le groupe des oeufs de STRONGLES dont
l e s g e n r e s Haemoncus, Oesophcqostow e t Trichostrongylus s o n t d i f f i c i l e s
à distinguer les uns des autres, on pourra a lors ut i I i ser I e mot “STRONGLES”
pour désigner ces espèces. Le genre Coopetia, par sa forme, et I es genres
Bunostomum et Gtigericr par leurs dimensions, sont par contre des W-ongles
fac i 1 ement reconna i ssab I es. Les oeufs de StrongpZoZdes
pcp2tZosus sont pi US
petits et contiennent toujours une larve. Enfin, parmi les Nématodes, les
oeufs de Trichuris de même que I es oeufs d’Ascar2s ~Toxoca~~ vituzOrwn) sont
tr&s caractgristiques.
Chez les Cestodes, on rencontre essentiellement des
oeufs de Moniezia tres caracteristiques par leur forme et la présence d’un
embryon de larve hexacanths . Pour les Trématodes, les oeufs de FascioZa
..* /. . .
sont plus grands que ceux des FmcnrphZstomes de même que lee oeufs de
Schistosomc lwvis (Bovins) sont beaucoup plus grands que ceux de S. carvssoni
(petits ruminants). Enfin, on reconnait facilement les oeufs de Coccidies
beaucoup plus petits que les boeufs d’helminthes.
Avec ces techniques tres simples, une équipe itinerante doit pouvoir,
par exemple dans le cas dsune enquête epidémtologique,
t-baliser sur le
terrain les analyses coproscopique? nécessaires pour poser rapidement un
diagnostic. Cette équipe pourrait être composée d’un veterinaire,
d’un
laborantin et d’un chauffeur et utiliserait une Iland Rover pour ses déplace-
ments en brousse. Le materiei scientifique est très réduit ; il suffit sur-
tout de disposer d’un microscope de terrain d’un peu de verrerie (béchers,
tubes 2 essais, er!enmeyers, verres à pied, etc...I,d’un
tamis, desilames et
d e l a m e l l e s . P o u r l a f l o t t a i s o n , i I faut disposer de gros sel ou de sucre
et pour la conservation des prélèvements : des flacons et du formol off ici-
nal.
L’identification des oeufs par comparaison avec les oeufs dessinés dans
cette note,doit permettre aux agents vétérinaires de taire la différence
entre les diverses helminthoses LStrongyZosc et FuscioZose par exemple) et
d’adopter alors une strat6gie qui tienne compte de la nature exacte du
parasitisme.
. . . /
. . .
,
. .
,..”
a.
,,-
.‘,
LEGENDE DES FIGURES
1 - HAEMONCUS (75 x 45 microns)
2- OESOPHAGOSTOMUM (86 x 50 microns)
3- TRICHOSTRONGYLUS (80 x 3 5 - 5 0 m i c r o n s )
4 - COOPERIA (80 x 30 microns)
5- BUNOSTOMUM/GAIGERIA (100 x 5 0 m i c r o n s )
6- STRONGYLOIDES (50 x 25 microns)
7- T R I C H U R I S (70 x 35 microns)
8- TOXCCARA (85 x 75 microns)
9- E I M E R I A !E, zurni i 18 x 16 microns)
1 0 - E I M E R I A (E. arloingi 27 x 18 microns)
_--
11 - MCNIEZIA (60 x 5 0 m i c r o n s )
1 2 - PARAMPHISTOMUM (160 x 9 0 m i c r o n s )
1 3 - FASCIOLA GIGANTICA (190 x 100 microns)
14 - SCHISTOSOMA BOVIS (230 x 60 microns)
15 - SCHISTOSOMA CUPJ\\SSONI (130 x 5 0 m i c r o n s )
AGRICOLES (1 .S.R.A.)
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LABORATOIRE NATIONAL DE L’ELEVAGE
ET DE RECHERCHES VETERINAIRES
I.A
DAKAR-HANN
METHODES SIMPLES DE COPROSCOPIE PARASITAIRE
POUR LES RUMINANTS DE L’AFRIQUE DE L’OUEST
Par G. VASSILIADES’
R E F . No 117/PARASlTOL.
NOVEMBRE 1985
NOTE TECHNIQUE
METHODES SIMP&ES DE COPROSCOPIE FARASITAIRE
POUR LES RUMINANTS DE L’AFRIQUE DE L’OUEST
P a r G. VASSILIADES*
L’analyse coprologique apporte des renseignements ind spensab I es pour
confirmer ou infirmer un diagnostic clinique. En effet,,el
e permet, par la
recherche et l’identification des oeufs d’helminthes et de coccidies, de
connaître la nature et la gravité de ces parasitoses chez I ‘anima t porteur
sain ou malade.
Des méthodes de plus en plus performantes et coûteuses sont employées
dans les centres de recherches spécialisés. Cependant, il reste toujours
très utile de pouvoir réaliser sur le terrain, avec peu de moyens, des ana-
lyses quand même assez précises pour permettre un diagnostic rapide et juste.
L’objet de cette note est de proposer des méthodes simples de copros-
copie à l’intention des vétérinaires et des techniciens de Igélevage tra*
vaillant sur le terrain et disposant de faibles moyens.
Les analyses coprologiques sont utilisées.soit dans le cadre d’enqu&tes
épidémiologiques, soit pour établir un diagnostic. Ii s’agit donc, soit
d’une série d’analyses sur un echantillonnage représentatif d’un troupeau
ou d’une région, soit dsune analyse ponctuelle portant sur un animal suspect.
Dans tous les cas, la méthodologie reste la même, à savoir :
1°) - le prélèvement
ZO) - la conservation
3O) - l’analyse coprologique
4*1 - l’identification des parasites par leurs oeufs.
* Chef du service de Parasitologie m- Laboratoire National dc I?Elcvage et
de Recherches Vétérinaires (I.S.R.A.)
- B.P. 2057 DAKAR-HANN. Sdnégaf
- 2 -
1°)
- Le pré I èvement
II peut être fait à la main,soit sur des fèces frais tombés au sol, *
soit directement dans le rectum de l’animal si possible avec des gants.
2O 1 - La conservation des féces
La fixation des fecés est indispensable quand on ne peut pratiquer
l’analyse dans les heures qui suivent le prélèvement, car les oeufs présents
dans les fèces évoluent #-t-ès rapidement en larves et échappent à l’analyse.
Pour cela, on peut conserver le prélèvement de f&cQs conditionné dans un
flacon, dans un réfrlgerateur
ou dans une glacière; ou bien dans une solution
formolée à 5-10 ‘$ qui permet de conserver les ièç6s pendant plusieurs mois.
Dans tous les cas, les f$cCs seront conditionnés dans un flacon herk-
i
tiquement clos et portant les coordonnées du prélevement ou un numéro de
réf é rente.
3O 1 -* L’analy_se coprologique
-I.
-._ -
3.1 - L’éxamen d i rect
Prélever une très petite quantité de matière fécale et la
déposer sur une I ame avec 2 ou 3gouttc:s tir ?au. Avec I e coin d’une lame,
triturer la préparation pour la rendre homogène et transparente. Recouvrir
avec une lamelle. Observer au microscope au faible grossissement (objectif 10).
Les oeufs observés à l’examen direct indiquent une infestation importante ;
dans le cas contrai re,
Ilabsence d’oeufs ne permet pas de conclure. II est
alors nkzsssi 1-2 U*zvoi ;- recours à des mStko<û s de concentration ou d’enri-
chissement.
3 . 2 - L’examen avec concentration des oeufs
-~
3.2.1
- Méthode par flottai son
3.2.2 - Méthode par sédimentation
.*. /
*..
-3-
3.2.1 - Méthode bar flottaison
L’utilisation d’une soluiion dense permet d’obtenir en
surface la concentration des oeufs les plus “/égersc9 (oeufs de Nématodes,de
Cestodes et de Coccidies).
A partir du prelèvement frais ou fixé, mettre dans un bécher ou tout
simplement dans un récipient équivalent, environ 50 cc de fkés et un volu-
me dveau égal. A l’aide d’une baguette, dsun pilon ou de tout autre instru-
ment disponible, bien mélanger jusqu’
!II l ’ o b t e n t i o n d ’ u n e s o l u t i o n l i q u i d e
homogcne. Fi Itrer cette solution à travers un tamis ou un carré de gril loge
assez fins pour éliminer les éléments vegétaux indésirables. Pour rsaliser
la flottaîson, on peut utiliser soit un erlenmeyer, soit un tube à essais
maintenu droit dans un support, soit tout autre récipient équivalent. Dans
tous les cas, on mélange une partie du filtrat (1/5) avec la solution de
concentration (4/5) qui peut être une solution aqueuse saturée de sel ou de
sucre.
L’er! enmeyer est a lors rempl i à ras-bord et une -lame déposée sur I ‘ou-
verture du goulot sans bulles dvair afin que la solution vienne en contact
direct avec la lame. Après 30 à 60 minutes,
I es oeufs, sont concentrés à la
surface et adhérent à la lame. On retire a lors la lame. que I ‘on retourne
délicatement pour ne pas perdre la partie qui reste collée à la lame dans
laquelle se trouvent les oeufs. Recouvrird’une lame1 le ctobserver au micros-
cope, au faible grossissement.
3.2.2 - Méthode par sédimentation
On utilise de l’eau ordinaire pour obtenir une sédimen-
t a t i o n ; les oeufs “lourds” sont concentrés dans un culot de sédimentation
(oeufs de Tr+tc\\rfnc et cor-tains oeufs de Ncmatodes de grandes tailles :
By.ystomum, Gaigaria, Toxomm~.
. . . / ..*
On procède de la même manière que pour la flottaison jusqu’à Ifobten-
tion du fil-l-rat. Pour realiser la sedimentation,
on utilise si possible un
verre à pied, mais un tube B essais ou un verre à base etroite peuvent con-
ven i r.
On mélange une partie du fil-l-rat (1/5) à lseau du robinet (4/5) et on
laisse la décantation se faire pendant 30 à 60 minutes. Apri;s ce temps, pren-
dre à I’afde d’une pipette une goutte dans le culot de sédimentation après
une très légère remise en suspension. Déposer sur une lame et recouvrir
d’une lamelle. Observation au microscope à faible grossissement.
Ces 2 méthodes sont complémentaires et doivent être pratiquées conjoin-
tement, à partir du même f i Itrat, on peut mettre en place en même temps,
la flottaison et la sédimentation.
L’observation microscopique devant évidemment porter sur les 2 prépara-
t ions.
4O) - L’identification des parasites par leurs oeufs.
Les principaux oeufs que l’on rencontre habituellement chez les
Ruminants de l’ouest-africain sont figurés dans cette note, à une même échel-
1%
ce qui permet des comparaisons immédiates sur la tail leet ia forme des
oeufs.
.
On distingue assez facilement le groupe des oeufs de STRONGLES dont
l e s g e n r e s Haemoncus, Oesophcqostow e t Trichostrongylus s o n t d i f f i c i l e s
à distinguer les uns des autres, on pourra a lors ut i I i ser I e mot “STRONGLES”
pour désigner ces espèces. Le genre Coopetia, par sa forme, et I es genres
Bunostomum et Gtigericr par leurs dimensions, sont par contre des W-ongles
fac i 1 ement reconna i ssab I es. Les oeufs de StrongpZoZdes
pcp2tZosus sont pi US
petits et contiennent toujours une larve. Enfin, parmi les Nématodes, les
oeufs de Trichuris de même que I es oeufs d’Ascar2s ~Toxoca~~ vituzOrwn) sont
tr&s caractgristiques.
Chez les Cestodes, on rencontre essentiellement des
oeufs de Moniezia tres caracteristiques par leur forme et la présence d’un
embryon de larve hexacanths . Pour les Trématodes, les oeufs de FascioZa
..* /. . .
sont plus grands que ceux des FmcnrphZstomes de même que lee oeufs de
Schistosomc lwvis (Bovins) sont beaucoup plus grands que ceux de S. carvssoni
(petits ruminants). Enfin, on reconnait facilement les oeufs de Coccidies
beaucoup plus petits que les boeufs d’helminthes.
Avec ces techniques tres simples, une équipe itinerante doit pouvoir,
par exemple dans le cas dsune enquête epidémtologique,
t-baliser sur le
terrain les analyses coproscopique? nécessaires pour poser rapidement un
diagnostic. Cette équipe pourrait être composée d’un veterinaire,
d’un
laborantin et d’un chauffeur et utiliserait une Iland Rover pour ses déplace-
ments en brousse. Le materiei scientifique est très réduit ; il suffit sur-
tout de disposer d’un microscope de terrain d’un peu de verrerie (béchers,
tubes 2 essais, er!enmeyers, verres à pied, etc...I,d’un
tamis, desilames et
d e l a m e l l e s . P o u r l a f l o t t a i s o n , i I faut disposer de gros sel ou de sucre
et pour la conservation des prélèvements : des flacons et du formol off ici-
nal.
L’identification des oeufs par comparaison avec les oeufs dessinés dans
cette note,doit permettre aux agents vétérinaires de taire la différence
entre les diverses helminthoses LStrongyZosc et FuscioZose par exemple) et
d’adopter alors une strat6gie qui tienne compte de la nature exacte du
parasitisme.
. . . /
. . .
,
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a.
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.‘,
LEGENDE DES FIGURES
1 - HAEMONCUS (75 x 45 microns)
2- OESOPHAGOSTOMUM (86 x 50 microns)
3- TRICHOSTRONGYLUS (80 x 3 5 - 5 0 m i c r o n s )
4 - COOPERIA (80 x 30 microns)
5- BUNOSTOMUM/GAIGERIA (100 x 5 0 m i c r o n s )
6- STRONGYLOIDES (50 x 25 microns)
7- T R I C H U R I S (70 x 35 microns)
8- TOXCCARA (85 x 75 microns)
9- E I M E R I A !E, zurni i 18 x 16 microns)
1 0 - E I M E R I A (E. arloingi 27 x 18 microns)
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11 - MCNIEZIA (60 x 5 0 m i c r o n s )
1 2 - PARAMPHISTOMUM (160 x 9 0 m i c r o n s )
1 3 - FASCIOLA GIGANTICA (190 x 100 microns)
14 - SCHISTOSOMA BOVIS (230 x 60 microns)
15 - SCHISTOSOMA CUPJ\\SSONI (130 x 5 0 m i c r o n s )