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REPUBLIQUE DU SENEGAL
“k
*******SC**
MINISTERE DU DEVELOITEMENJ RURAL
**********
IINISTITUT SENEGALAIS DE RECHERCHES
AGRICOLES (I .S.R.A.)
**********
DEPARTEMENT DE RECHERCHES SUR LE!%
PRODUCTIONS ET LA SANTE ANMALES
**********
LABORATOIRE NATIONAL DE L’ELEVAGE
ET DE RECHERCHES VETERINAIRES
B.P. 2057
DAKAR - HAWIN
CONVENTION AIEA/ISRA NIo 4975 PORTANT
SUR LWTILISATION DE LA TECHNIQUE
ELISA DE DETECTION DES ANTIGENES
DANS L’ETUDE DE CINCIDENCE DE
LA TRYPANOSOMIASE ANIMALE
EN ZONE D”ELEVAGE
DU DIAKORE
(CROISEMENT ZEBlîI NDAMA)
************
RAPPORT SUR L”EXECUTllON DE LA
PREMIERE PHASE
DECEMBRE 1988 - JUIN 1989
A. DIAITE, M. SEYE, A. MANE
ET Mme T. NDIAYE
REF. N”24/PARASIT0.
AVRIL 1990.
-4-
II. RESULTATS PROTOZOOLOGlQUE!5, HEMATOLOGIQUES ET COPROLOGIQUES
2.1 - Trypanosomes
KARANG
KEUR ALIOU GUEYE
(forte densité de glossines)
(faible densité de glossines)
ESPCES
Fréquences parasitaires absolues
Fréquences parasitaires aboslues
sur 20 bovins
sur 20 bovins
Janv. Fév.
Mars
Avril
Juin
Janv.
Fév.
Mars
Avril
Juin
T. congolense
1
0
0
0
1
0
0
0
1
4
T. brucei
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
T. vivax
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
T. theileri
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
Les trypanosomes sont rares de janvier à mars, période de saison sèche au
Sénégal. S’en suit une hausse de la fréquence de T. mngolense au mois de
juin. C’est le début de la saison des pluies, avec son influence sur la densité
des glossines. On note aussi l’absence virtuelle de T. V~VZIX, T. brucei et
T . theileri.
2.2 - Hémoparasites autres que les trypanosomes
Ces parasites se sont montrés relativement rares en cette période de l’année.
Theileria mutans, Anaplasma marginale, !Maria labiatopapilllosa et, dans une
moindre mesure, Ehrkhia bovis, ont été quelquefois rencontrés.
2.3 - Hématocrite
Moyennes mensuelles % de l'hématrocrite + intervalle de confiance à 5 p.100
LOCALITE
Janvier
Février
Mars
Avril
Juin
Karang
36,85 f 2,08
36,75 t 2,29
35,85 f 2,38
35,20 f 2,39
non relevé
Keur Aliou
GUEYE
34,90 if 4,18
37,95 f 2,47
34,lO * 2,02
33,lO f 2,42
non relevé
*.. l . . .
-5-
Les moyennes que voilà sont, dans les deux groupes, légèrement fluctuant
s’écartant ainsi plus ou moins de la norme raciale de 37,7 & 1,2 p.100 calculée
par FRIOT et CALVET pour les métis zébu - taurins du Sénégal.
2.4 - Coprologie
Les examens coprologiques révèlent de très faibles infestations par des Stron-
gles et des Coccidies.
II 1. EPREUVES ELISA
3.1 - Technique
Le protocole FAOIAIEAII LRAD de détection d’antigènes circulants de T. -go-
lense, T. brucei et T. viwax a été suivi. En voici les grandes lignes :
- Sensibilisation de la plaque avec l’anticorps monoclonal spécifique (TX., T.b.,
T.v.), 100 ul par cupule sauf la rangée verticale 1 servant de “blank”.
Scellage, homogénéisation par agitation douce puis incubation 1 nuit au moins
à +4OC.
- Rejet de l’anticorps non adsorbé et rinçage rapide de la plaque avec du tam-
pon PBS-tween 80, à 3 reprises. Séchage sur mouchoirs absorbants.
- Distribution de 100 j-11 de PBS-tween 80 dans chaque cupule sensibilisée,
puis adjonction des sérums (témoins et de terrain) à raison de 2 cupules par
sérum et à la concentration suivante :
. plaques TX. et T.v.
: 10 ul de sérum dans 100 ul de tampon
. plaque T.b.
: 5 ul de sérum
Scellage, homogénéisation puis incubation 15 minutes à la température du
laboratoire (environ 2OOC).
- Vidange de la plaque, rinçage puis 2 trempages de 10 mn chacun dans PBS-
tween. Séchage sur mouchoirs.
. . I. ..*
- 6 -
- Distribution du conjugué spécifique, 100 1-11 par cupule. Incubation 15 minutes
à la température du laboratoire.
- Vidange de la plaque, rinçage puis 3 trempages de 10 mn chacun. Séchage.
- Distribution du révélateur (ABTS) dans toutes les cupules, 100 ul par
cupule. Incubation 30 mn à la température du laboratoire et à l’obscurité.
- Lecture directe des résultats par “Multiskan ELISA Readerà 405 nm.
La figure zdonne
le schéma d’utilisation des plaques.
3.2 - Résultats
Les différents tableaux et figures ci-après donnent l’ensemble des résultats
sérologiques, et aussi certains résultats obtenus à l’examen des lames (inter-
phase sur le terrain, frottis au laboratoire).
Un examen utile de ces figures et tableaux suppose la définition préalable d’un
seuil de séro-positivité fiable. Le protocole initial fixait ce seuil au double de
la densité optique (d.o.) moyenne du témoin négatif. A la pratique, cette
procédure s’est avérée aléatoire. Les d.o. des sérums de la zone témoin (à prio-
ri négatifs) offrent en effet de très larges dispersions : 0,002 à 0,037 pour
-
T.Ç. ; 0,003 à 0,051 pour T.b. ; 0,010 à > 0,100 pour T.v. Or, chacun de ces
sérums aurait pu en principe servir de témoin négatif, avec alors un seuil de
positivité dépendant du seul hasard du choix. C’est pourquoi, au vu des résul-
tats des premiers essais et en accord avec I’ILRAD, le seuil de 0,050 a été
retenu.
Sur cette base et concernant les 196 échantillons sériques analysés dans la
zone à glossines (SK), nous obtenons :
- Pour T. <rongolense : 2 parasitémies sur 7 confirmées en sérologie, 43 faux
séro-positifs (microscopie négative, sérologie positive) et 5 faux séro-
négatifs (microscopie positive, sérologie négative). Donc au total 48 sérums
- 7 -
positifs à T.ç.,
parmi lesquels 12 réagissent également avec l’anticorps T.b.,
10 avec T.v. et 2 avec les trois anticorps. Ce qui ramène à 21 les cas de
séro-positivité monospécifique à T.cr.
- T. brucrei n’a pas été visualisé ni sur le terrain, ni sur les lames colorées.
Alors que la sérologie en révèle 17 cas, dont 12 réagissent aussi avec TX.
Déduction faite des 2 sérums réagissant avec les 3 espèces, on obtient 3
réactions monospécifiques avec T.b.
- Pour T. vivat, on note 32 séro-positifs, alors que l’examen des lames a été
invariablement négatif. 10 sérums parmi ces 32 font aussi des réactions croi-
sées avec l’anticorps TX. II n’y a pas eu de positivité croisée T.v. - T.b.
Au total donc 20 sérums positifs monospécifiques à T.v.
Pour la zone témoin, sur 40 échantillons on obtient : T.c. : 0 ; T.b. : 1,
soit 2,5 p.100 ; T.v. : 5 soit 12,5 p. 100. II n’y a pas eu de réactions croisées
avec ces sérums.
IV. DISCUSSIOW
L’interprétation de ces résultats doit se faire avec prudence en raison des
considérations suivantes :
a) Par suite de retard dans l’exécution de la convention (initiation du responsa-
ble à la technique ELISA et ensuite envoi des réactifs depuis Ill LRAD de
Nairobi), le protocole n’a pas été appliqué exactement comme prévu, à savoir
traiter les animaux séro-positifs et apprécier l’incidence de ce traitement sur
la chute probable de la d.o.
En d’autres termes, la banque de sérum a été constituée avant le début des
épreuves sérologiques.
b) II n’y a pas une totale concordance entre les résultats des examens parasito-
logiques et ceux des analyses sérologiques. Deux seulement parmi les 7 cas
parasitologiquement positifs à T.c. ont été confirmés en sérologie ; de nom-
breux cas négatifs par les lames sont séro-positifs. Quelle explication valable
donner à cette discordance ?
l
. . . . . .
-8-
A notre sens, cela s’expliquerait par le phénomène de variation antigénique
propre aux trypanosomes, qui entraîne une fluctuation de la parasitémie chez
les animaux qui ont un tant soit peu de résistance.
1. Parasitologie positive, sérologie négative : fausses réactions négatives
Ce phénomène peut apparaître lorsqu’il n’y a pas d’antigènes circulants libres,
par suite d’une saturation in vivo des sites antigéniques par les anticorps pro-
duits par l’organisme. La réaction ELISA supposant une réaction antigène-
anticorps in vitro, celle-ci est compromise lorsque les anticorps monoclonaux
n’ont plus de site libre pour se fixer.
2. Parasitologie négative, sérologie positive : fausses réactions positives
On pourrait imaginer ce phénomène se produire dans les cas de faibles parasi-
témie avec production de quantités encore faibles d’anticorps. La parasitémie
peut alors être illisible alors que les antigènes circulants seront décelables.
Ces cas seraient donc plus nombreux car pouvant se produire au début de
l’infection initiale ainsi qu’au début de chaque nouvelle vague parasitémique
issue d’un variant antigénique différent.
V. CONCILUSION
A la lumière de toutes ces observations et compte tenu des diverses possibilités
évoquées ci-dessus, la méthode ELISA de détection d’antigènes Trypwwsoma
apparaît comme étant complémentaire de la technique parasitologique d’examen
direct du sang. La méthode peut contribuer à donner une idée plus juste des
infections, dans une aire donnée, par des trypanosomes pathogènes.
- 9 -
Les méthodes de diagnostic sérologique de la trypanosomiase animale jusqu’à
présent utilisées ne permettaient pas de rapporter avec précision un état immuni-
taire contemporain de l’infection.
Avec l’élaboration des anticorps monoclonaux et la détection des antigènes circu-
lants, la sérologie et l’état d’infection peuvent être désormais corrélés.
Ce travail a été effectué à Sokone sur deux troupeaux de 40 têtes chacun.
Les méthodes parasitologiques et serologiques
sont comparées.
MOTS-CLES
Diagnostic, trypanosomiase, anticorps monoclonaux, antigènes circulants.
SUMMARY
The serology diagnosis methods in animal trypanosomiasis hitherto utilised did
not permit to correlate precisely the immune status with the infection.With
monoclonal antibodies for trapping circulating antibodies it is now possible
to correlate serology and current infection. This work has been carried out in
Sokone within two
herds of 40 animals each. Results of parasitological and
serological methods are compared.
KEY WORDS
Diagnosis, trypanosomiasis, monoclonal antibodies, circulating antigens.
- I
Tableau 1 : Résultats de microscopie et de sérologie
SK- JANVIER
SK- FEVRIER
SK- MARS
SK-AVRIL
SK- JUIN
No
T-b. T.~. T.~. T.b. T.v. T.c. T.b. T.v. T.c. T.b. T.v. T.c. T.b. T.V. T.c.
81
M*
82
83
S
S
s
84
s
S
S
85
93
94
95
S
S
S
S
S
S
S
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- II
Tableau 1 : (Suite)
113
S
S
S
S
M*
114
S
S
115
S
M*
S
116
S
117
S
118
S
S
S
S
119
S
S
S
S
120
S
t
I
I
I
l
I
I
I
M = Trypanosomes décelés au microscope
S = Séro-positif
* = Traitement trypanocide
- III
Tableau 2 : Comparaison microscopique - sérologie
Taux mensuels % de positivité
TECHNIQUE
Janvier
Février
Mars
Avril
Juin
T.b
0
0
0
0
0
Examens
microscopiques
T.V
0
0
0
0
0
T . C
2,5
0
0
2,5
13,5
T.b
10
2,5
531
22,5
2,7
Sérologie
T.V
12,5
17,5
15,3
20,o
16,2
T.C
22,5
32,5
17,9
20,o
18,9
Tableau 3 : Fausses réactions sérologiques
Faux séro-positifs
Faux séro-négatifs
PERIODE
T.b.
T . V .
T . C .
T.b.
T.v.
T.C
Total %
Total %
Total %
Total %
Total %
Total %
Janvier (n = 40)
4
10,o
5
12,5
10
25,0
0
-
0
-
1
2,5
Février (n = 40)
1
2,2
7
17,5
13 32,5
0
-
0
-
0
-
Mars (n = 39)
2
5,l
6
15,3
7
17,9
0
-
0
-
0
-
Avril (n = 40)
9
22,5
8
20,O
7
17,5
0
-
0
-
0
-
Juin (n = 37)
6
16,2
0
-
0
-
4
10,8
TOTAL SUR 196 ANALYSES
17
8,67
32
16,32
43 21,93
0
0,o
0
0,o
5
2,55
- IV
Tableau 4 : Réactions monospécifiques et réactions croisées
Nombre d'échantillons positifs avec l'un ou/et l'autre anticorps
PERIODE
T.b. seul
T.v. seul
T.c. seul T.b et T.v
T.b et T.c T.v et T.c T.b,T.v,T.c
Janvier
0
2
4
0
3
2
1
Février
0
3
8
0
1
4
0
Mars
0
3
3
0
1
2
1
Avril
3
7
1
0
6
1
0
Juin
0
5
5
0
1
1
0
Totaux
3
20
21
0
12
10
2
% sur 196
analyses
1,53
10,20
10,71
6,12
5,lO
1,02
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Lecture : 405nm
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ET DE RECHERCHES VETERINAIRES
B.P. 2057
DAKAR - HAWIN
CONVENTION AIEA/ISRA NIo 4975 PORTANT
SUR LWTILISATION DE LA TECHNIQUE
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DANS L’ETUDE DE CINCIDENCE DE
LA TRYPANOSOMIASE ANIMALE
EN ZONE D”ELEVAGE
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(CROISEMENT ZEBlîI NDAMA)
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RAPPORT SUR L”EXECUTllON DE LA
PREMIERE PHASE
DECEMBRE 1988 - JUIN 1989
A. DIAITE, M. SEYE, A. MANE
ET Mme T. NDIAYE
REF. N”24/PARASIT0.
AVRIL 1990.
-4-
II. RESULTATS PROTOZOOLOGlQUE!5, HEMATOLOGIQUES ET COPROLOGIQUES
2.1 - Trypanosomes
KARANG
KEUR ALIOU GUEYE
(forte densité de glossines)
(faible densité de glossines)
ESPCES
Fréquences parasitaires absolues
Fréquences parasitaires aboslues
sur 20 bovins
sur 20 bovins
Janv. Fév.
Mars
Avril
Juin
Janv.
Fév.
Mars
Avril
Juin
T. congolense
1
0
0
0
1
0
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0
1
4
T. brucei
0
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T. vivax
0
0
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0
0
0
T. theileri
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
Les trypanosomes sont rares de janvier à mars, période de saison sèche au
Sénégal. S’en suit une hausse de la fréquence de T. mngolense au mois de
juin. C’est le début de la saison des pluies, avec son influence sur la densité
des glossines. On note aussi l’absence virtuelle de T. V~VZIX, T. brucei et
T . theileri.
2.2 - Hémoparasites autres que les trypanosomes
Ces parasites se sont montrés relativement rares en cette période de l’année.
Theileria mutans, Anaplasma marginale, !Maria labiatopapilllosa et, dans une
moindre mesure, Ehrkhia bovis, ont été quelquefois rencontrés.
2.3 - Hématocrite
Moyennes mensuelles % de l'hématrocrite + intervalle de confiance à 5 p.100
LOCALITE
Janvier
Février
Mars
Avril
Juin
Karang
36,85 f 2,08
36,75 t 2,29
35,85 f 2,38
35,20 f 2,39
non relevé
Keur Aliou
GUEYE
34,90 if 4,18
37,95 f 2,47
34,lO * 2,02
33,lO f 2,42
non relevé
*.. l . . .
-5-
Les moyennes que voilà sont, dans les deux groupes, légèrement fluctuant
s’écartant ainsi plus ou moins de la norme raciale de 37,7 & 1,2 p.100 calculée
par FRIOT et CALVET pour les métis zébu - taurins du Sénégal.
2.4 - Coprologie
Les examens coprologiques révèlent de très faibles infestations par des Stron-
gles et des Coccidies.
II 1. EPREUVES ELISA
3.1 - Technique
Le protocole FAOIAIEAII LRAD de détection d’antigènes circulants de T. -go-
lense, T. brucei et T. viwax a été suivi. En voici les grandes lignes :
- Sensibilisation de la plaque avec l’anticorps monoclonal spécifique (TX., T.b.,
T.v.), 100 ul par cupule sauf la rangée verticale 1 servant de “blank”.
Scellage, homogénéisation par agitation douce puis incubation 1 nuit au moins
à +4OC.
- Rejet de l’anticorps non adsorbé et rinçage rapide de la plaque avec du tam-
pon PBS-tween 80, à 3 reprises. Séchage sur mouchoirs absorbants.
- Distribution de 100 j-11 de PBS-tween 80 dans chaque cupule sensibilisée,
puis adjonction des sérums (témoins et de terrain) à raison de 2 cupules par
sérum et à la concentration suivante :
. plaques TX. et T.v.
: 10 ul de sérum dans 100 ul de tampon
. plaque T.b.
: 5 ul de sérum
Scellage, homogénéisation puis incubation 15 minutes à la température du
laboratoire (environ 2OOC).
- Vidange de la plaque, rinçage puis 2 trempages de 10 mn chacun dans PBS-
tween. Séchage sur mouchoirs.
. . I. ..*
- 6 -
- Distribution du conjugué spécifique, 100 1-11 par cupule. Incubation 15 minutes
à la température du laboratoire.
- Vidange de la plaque, rinçage puis 3 trempages de 10 mn chacun. Séchage.
- Distribution du révélateur (ABTS) dans toutes les cupules, 100 ul par
cupule. Incubation 30 mn à la température du laboratoire et à l’obscurité.
- Lecture directe des résultats par “Multiskan ELISA Readerà 405 nm.
La figure zdonne
le schéma d’utilisation des plaques.
3.2 - Résultats
Les différents tableaux et figures ci-après donnent l’ensemble des résultats
sérologiques, et aussi certains résultats obtenus à l’examen des lames (inter-
phase sur le terrain, frottis au laboratoire).
Un examen utile de ces figures et tableaux suppose la définition préalable d’un
seuil de séro-positivité fiable. Le protocole initial fixait ce seuil au double de
la densité optique (d.o.) moyenne du témoin négatif. A la pratique, cette
procédure s’est avérée aléatoire. Les d.o. des sérums de la zone témoin (à prio-
ri négatifs) offrent en effet de très larges dispersions : 0,002 à 0,037 pour
-
T.Ç. ; 0,003 à 0,051 pour T.b. ; 0,010 à > 0,100 pour T.v. Or, chacun de ces
sérums aurait pu en principe servir de témoin négatif, avec alors un seuil de
positivité dépendant du seul hasard du choix. C’est pourquoi, au vu des résul-
tats des premiers essais et en accord avec I’ILRAD, le seuil de 0,050 a été
retenu.
Sur cette base et concernant les 196 échantillons sériques analysés dans la
zone à glossines (SK), nous obtenons :
- Pour T. <rongolense : 2 parasitémies sur 7 confirmées en sérologie, 43 faux
séro-positifs (microscopie négative, sérologie positive) et 5 faux séro-
négatifs (microscopie positive, sérologie négative). Donc au total 48 sérums
- 7 -
positifs à T.ç.,
parmi lesquels 12 réagissent également avec l’anticorps T.b.,
10 avec T.v. et 2 avec les trois anticorps. Ce qui ramène à 21 les cas de
séro-positivité monospécifique à T.cr.
- T. brucrei n’a pas été visualisé ni sur le terrain, ni sur les lames colorées.
Alors que la sérologie en révèle 17 cas, dont 12 réagissent aussi avec TX.
Déduction faite des 2 sérums réagissant avec les 3 espèces, on obtient 3
réactions monospécifiques avec T.b.
- Pour T. vivat, on note 32 séro-positifs, alors que l’examen des lames a été
invariablement négatif. 10 sérums parmi ces 32 font aussi des réactions croi-
sées avec l’anticorps TX. II n’y a pas eu de positivité croisée T.v. - T.b.
Au total donc 20 sérums positifs monospécifiques à T.v.
Pour la zone témoin, sur 40 échantillons on obtient : T.c. : 0 ; T.b. : 1,
soit 2,5 p.100 ; T.v. : 5 soit 12,5 p. 100. II n’y a pas eu de réactions croisées
avec ces sérums.
IV. DISCUSSIOW
L’interprétation de ces résultats doit se faire avec prudence en raison des
considérations suivantes :
a) Par suite de retard dans l’exécution de la convention (initiation du responsa-
ble à la technique ELISA et ensuite envoi des réactifs depuis Ill LRAD de
Nairobi), le protocole n’a pas été appliqué exactement comme prévu, à savoir
traiter les animaux séro-positifs et apprécier l’incidence de ce traitement sur
la chute probable de la d.o.
En d’autres termes, la banque de sérum a été constituée avant le début des
épreuves sérologiques.
b) II n’y a pas une totale concordance entre les résultats des examens parasito-
logiques et ceux des analyses sérologiques. Deux seulement parmi les 7 cas
parasitologiquement positifs à T.c. ont été confirmés en sérologie ; de nom-
breux cas négatifs par les lames sont séro-positifs. Quelle explication valable
donner à cette discordance ?
l
. . . . . .
-8-
A notre sens, cela s’expliquerait par le phénomène de variation antigénique
propre aux trypanosomes, qui entraîne une fluctuation de la parasitémie chez
les animaux qui ont un tant soit peu de résistance.
1. Parasitologie positive, sérologie négative : fausses réactions négatives
Ce phénomène peut apparaître lorsqu’il n’y a pas d’antigènes circulants libres,
par suite d’une saturation in vivo des sites antigéniques par les anticorps pro-
duits par l’organisme. La réaction ELISA supposant une réaction antigène-
anticorps in vitro, celle-ci est compromise lorsque les anticorps monoclonaux
n’ont plus de site libre pour se fixer.
2. Parasitologie négative, sérologie positive : fausses réactions positives
On pourrait imaginer ce phénomène se produire dans les cas de faibles parasi-
témie avec production de quantités encore faibles d’anticorps. La parasitémie
peut alors être illisible alors que les antigènes circulants seront décelables.
Ces cas seraient donc plus nombreux car pouvant se produire au début de
l’infection initiale ainsi qu’au début de chaque nouvelle vague parasitémique
issue d’un variant antigénique différent.
V. CONCILUSION
A la lumière de toutes ces observations et compte tenu des diverses possibilités
évoquées ci-dessus, la méthode ELISA de détection d’antigènes Trypwwsoma
apparaît comme étant complémentaire de la technique parasitologique d’examen
direct du sang. La méthode peut contribuer à donner une idée plus juste des
infections, dans une aire donnée, par des trypanosomes pathogènes.
- 9 -
Les méthodes de diagnostic sérologique de la trypanosomiase animale jusqu’à
présent utilisées ne permettaient pas de rapporter avec précision un état immuni-
taire contemporain de l’infection.
Avec l’élaboration des anticorps monoclonaux et la détection des antigènes circu-
lants, la sérologie et l’état d’infection peuvent être désormais corrélés.
Ce travail a été effectué à Sokone sur deux troupeaux de 40 têtes chacun.
Les méthodes parasitologiques et serologiques
sont comparées.
MOTS-CLES
Diagnostic, trypanosomiase, anticorps monoclonaux, antigènes circulants.
SUMMARY
The serology diagnosis methods in animal trypanosomiasis hitherto utilised did
not permit to correlate precisely the immune status with the infection.With
monoclonal antibodies for trapping circulating antibodies it is now possible
to correlate serology and current infection. This work has been carried out in
Sokone within two
herds of 40 animals each. Results of parasitological and
serological methods are compared.
KEY WORDS
Diagnosis, trypanosomiasis, monoclonal antibodies, circulating antigens.
- I
Tableau 1 : Résultats de microscopie et de sérologie
SK- JANVIER
SK- FEVRIER
SK- MARS
SK-AVRIL
SK- JUIN
No
T-b. T.~. T.~. T.b. T.v. T.c. T.b. T.v. T.c. T.b. T.v. T.c. T.b. T.V. T.c.
81
M*
82
83
S
S
s
84
s
S
S
85
93
94
95
S
S
S
S
S
S
S
. . ./ . . .
- II
Tableau 1 : (Suite)
113
S
S
S
S
M*
114
S
S
115
S
M*
S
116
S
117
S
118
S
S
S
S
119
S
S
S
S
120
S
t
I
I
I
l
I
I
I
M = Trypanosomes décelés au microscope
S = Séro-positif
* = Traitement trypanocide
- III
Tableau 2 : Comparaison microscopique - sérologie
Taux mensuels % de positivité
TECHNIQUE
Janvier
Février
Mars
Avril
Juin
T.b
0
0
0
0
0
Examens
microscopiques
T.V
0
0
0
0
0
T . C
2,5
0
0
2,5
13,5
T.b
10
2,5
531
22,5
2,7
Sérologie
T.V
12,5
17,5
15,3
20,o
16,2
T.C
22,5
32,5
17,9
20,o
18,9
Tableau 3 : Fausses réactions sérologiques
Faux séro-positifs
Faux séro-négatifs
PERIODE
T.b.
T . V .
T . C .
T.b.
T.v.
T.C
Total %
Total %
Total %
Total %
Total %
Total %
Janvier (n = 40)
4
10,o
5
12,5
10
25,0
0
-
0
-
1
2,5
Février (n = 40)
1
2,2
7
17,5
13 32,5
0
-
0
-
0
-
Mars (n = 39)
2
5,l
6
15,3
7
17,9
0
-
0
-
0
-
Avril (n = 40)
9
22,5
8
20,O
7
17,5
0
-
0
-
0
-
Juin (n = 37)
6
16,2
0
-
0
-
4
10,8
TOTAL SUR 196 ANALYSES
17
8,67
32
16,32
43 21,93
0
0,o
0
0,o
5
2,55
- IV
Tableau 4 : Réactions monospécifiques et réactions croisées
Nombre d'échantillons positifs avec l'un ou/et l'autre anticorps
PERIODE
T.b. seul
T.v. seul
T.c. seul T.b et T.v
T.b et T.c T.v et T.c T.b,T.v,T.c
Janvier
0
2
4
0
3
2
1
Février
0
3
8
0
1
4
0
Mars
0
3
3
0
1
2
1
Avril
3
7
1
0
6
1
0
Juin
0
5
5
0
1
1
0
Totaux
3
20
21
0
12
10
2
% sur 196
analyses
1,53
10,20
10,71
6,12
5,lO
1,02
- V
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SK Janv.
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Phques 1. brucai
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Lecture : 405nm