REPUBLIQUE DU SENEGAL MINISTERE DE L’EDUCATION...
REPUBLIQUE DU SENEGAL
MINISTERE DE L’EDUCATION NATIONALE
ECOLE NATIONALE SUPERIEURE D’AGRICULTURE
DEPARTEMENT PRODUCTIONS VEGETALES
UTILISATION D’UNE SOUCHE MUTANTE
l%WR L’IDENTIFICATION DE VARIETES
D’-&:&CmDE TOLERANTES A ASPERGILLUS
FI;A @&ET A LA PRODUCTION D’.AFLATOXLNES
MEMOIRE PRESENTE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME
D’INGENIEUR AGRONOME
Par
Fatimata Doucouré
Smkialisation : PRODUCTIONS VEGETALES
Soutenu le 21 Janvier 1999 devant le jury
- M Moussa FALL
Directeur de 1 ‘ENSA et Président du jury
- M Alioune. COL Y
Directeur des Etudes de I’ENSA
- M Saliou NDIA YE
Chef du Département Productions Vbgétales, ENSA
- M Saliou CISS
Phytopathologiste à la DPV- DAKAR
- MS papa Ibra SMB
Maître de Conférences, Département Biologie Végétale
Université Cheikh Anta Diop de Dakar
- M. Amadou BA
Chercheur, Coordonnateur du Réseau Arachide de la
CORAF - ISRAXNRA-Bambq
SOMMAIRE
i
L
Résumé ............................................................................................
Dédicaces .........................................................................................
ii
. . .
Remerciements ...................................................................................
1 1 1
Liste des figures .................................................................................
iV
Liste des tableaux ................................................................................
V
Liste des photos .................................................................................
vi
Liste des annexes.................................................................................
vii
INTRODUCTION. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . _ . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
1
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
1. DESCRIPTION DE LA PLANTE .........................................................
4
1. Généralités ..............................................................................
4
2. Morphologie............................................................................
4
3. Mode de reproduction .................................................................
6
H. PLACE DE L’ARACHIDE DANS L’ECONOMIE SENEGALAISE .............
9
1. Importance de la culture ...............................................................
9
2. Contraintes à la production............................................................
10
3. Les points vulnérables de la filière ....................................................
12
HI. GENERALITES SUR LES AFLATOXINES ..........................................
15
1. Toxicité des aflatoxines .................................................................
16
2. Les champignons aflatoxinogènes.....................................................
18
2-l.
Morphologie et biologie. ................................................
19
L
2-2.
Conditions de toxinogénèse. ...........................................
2 1
3. Méthodes de lutte.......................................................................
2 2
3- 1. Prévention de la contamination au champ................................
2 2
3.1.1. Techniques culturales ..............................................
23
3.1.2. La résistance génétique ...........................................
2 4
3 -2. Méthodes curatives. ........................................................
2 6
3.2.1. Méthodes physiques...................................................
2 6
a) Le tri .................................................................
2 6
b) Le Traitement thermique ..........................................
2 7
3.2.1. Méthodes chimiques.................................................
2 8
3.2.3. La lutte intégrée ......................................................
3 0
PARTIE EXPERIMENTALE
1. PRÉSENTATION DE L’ESSAI.. . . . . . . . . . . . . . . . , . . . . . . , . . . . . . . . . . _. . . . . . . . . . . . . . . . . . _ . . . . . . .
32
P. Objectifs de l’essai ........................................................................
3 2
2. Conduite de l’expérimentation.......................... ................................ 32
II. MATÉRIEL ET MÉTHODES.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33
.-
1. Matériel..................................................................................
33
l-l. Matériel végétal ..............................................................
33
l-2. Matériel biologique. .........................................................
3 4
l-3. Matériel de laboratoire ......................................................
35
2. Méthodes.................................................................................
35
2.1. Dispositif expérimental......................................................
35
2.2. Détermination du taux de contamination naturelle des
graines par A.flavus .........................................................
3 5
2.3. Détermination du taux de contamination artificielle des graines par
une souche banale C?A. ji’ms ...............................................
3 7
2.4. Détermination de la sensibilité des graines à l’infestation par une
souche mutante d’A. flavus ................................................
37
2.5. Détermination de l’humidité des graines à la récolte ....................
3 9
2.6. Détermination du niveau de contamination du sol par A. .flms ......
3 9
2.7. Détermination de la teneur en huile des génotypes .....................
3 9
2.8. Détermination de la teneur en atlatoxine des génotypes ............... 40
2.9. Analyse des données. .......................................................
40
HI. RESULTATS EXPERIMENTAUX .,.................. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .41
1. Conditions environnementales......................................................
41
a) Parasitisme, ...............................................................
4 1
b) Pluviométrie ...............................................................
41
c) Humidité relative ...........................................................
41
d) Température ................................................................
41
2. Performances agronomiques : rendement en gousses et
poids de 100 graines ............................... .,.................................. 4 4
a) Rendement en gousses ....................................................
4 4
b) Poids de 100 graines......................................................
4 6
Y
3. Comportement des variétés vis-à-vis de la contamination par
A. jkvus/ A. parasiticus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . ..~............ 4 7
a) Contamination naturelle des arachides.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
4 7
b) Contamination artificielle des graines par A. jkmus.. . . . . . . . . . . . . 5 1
c) Corrélations entre les tests mis en œuvre.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
5 8
4. Relations entre le niveau de contamination du sol et le taux
variétés par A. jhms . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .._..............................61
5. Teneur en huile et niveaux de contamination des variétés par l’aflatoxine., . .
63
DISCIJSSION GÉNÉRALE. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6 5
CONCLUSION ET PERSPECTIVES.. . . . . . . . . . . . . . . , . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6 9
BIBLIOGRAPHIE
. .
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.w_,
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--
Réswné
4
L‘es produits arachidiers occupent une place importante dans E’economie sénégalaise. Cependant la
présence d’ajlatoxines obère considérablement leur utilisation tant en alimentation humaine et
animale yu ‘à 1 ‘échelon industriel.
La recherche de variétés tolérantes représente la voie la plus séduisante pour réduire la
contamination par E’aJlatoxine ; mais les méthodes classiques d’évaluation de la tolérance des variétés
vis-à-vis &A. jlavus au laboratoire fournissent des résultats souvent contradictoires avec ceux de la
contamination naturelle au champ.
Dans cette étude, une souche mutante d2. fkxvus productrice d’acide norsolorinique a été utilisée
pour caractériser lu réaction des variétés vis-a-vis dlA. flavus. L’utilisation combinée de cette méthode
avec d’crutres techniques d’évaluation du comportement variétal vis-a-vis d’A. flavus permet d’obtenir
des résultats encore plus jables.
Cependant pour une utilisation exclusive de cette technique à cettejn, ilfaudra substituer l’estimation
visuelle de l’extension de la couleur orange caractéristique de Ilacide norsolorinique par la
détermination quantitative de ce composé.
Il ne fait aucun doute que l’amélioration de la technique d’utilisation du mutant dX jlavus pourra
fournir aux sélectionneurs, un outil$able et rapide pour discriminer les descendances de croisements.
Mots-clés : Arachide - Aspergillus jkvus - Souche mutante - Contamination naturelle -
Contamination art$cielle -- acide norsolorinique - Méthodes de lutte - Résistance génétique -
AJlatoxine
Abstract
d
Peanut products are highly ranhed in Senegalese economy. But the presence of aflatoxins limits their
use for human consumption. animal feed and in industry.
Resistant varieties have been proven as the most reliable control method However the available
laboratoty techniques to evaluate genotype reaction ojen give contradictory results to those ofjeld
infestation.
Ln this study, a norsolorinic acid producing mutant of A. ~2avus has been used to caracterize varieties
reaction to A. @vus. The combined use of this method and other technics to evaluate varieties against
A. jkvus gave more reliable results. However using exclusively this method would necessitate
quantitative determination of norsolorinic acid content of artificially infested plant parts instead of a
visual evaluation of contaminated kernels.
The improvement and utilization of the A, fktvus mutant form technic would constitute a fast and
reliable methodfor breeders to discriminate individuals in segregating generations for the presence of
ajlatoxins.
Kev words : Peanut - Aspergïllus fkvus - Mutant strain -- Natural contamination - Arti@ial
contamination -- Norsolorinic acid --- Control methods - Genetic resistance - A.$?atoxin
ii
DEDICACES
A toi Yaye Mou Ndaw (Rokhaya Doucouré), je n’oublierai jamais les nuits que nous avons
passées ensemble, toi, Waldé et moi-même. Repose en paix.
A mes très chers parents, Boubacar Doucouré et Nafissa Kounta pour le sacrifice toujours
consenti pour notre éducation. Que Dieu vous accorde longue vie.
A la petite Dieynaba, mon amie et à tous les autres membres de ma famille pour m’avoir
toujours soutenu.
“..
A Cheikh Cissé (Mahamat), tes conseils m’ont été précieux.
-,
-.
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---.--
.-
------
. . .
111
Au terme de ce travail, je remercie Dieu le Tout Puissant de m’avoir donné force et santé pour
l’accomplir.
I’I a été réalisé au laboratoire d’aflatoxine du Centre National de la Recherche Agronomique
(CNRA), à Bambey.
Que Monsieur Amadou BA, Chercheur et Coordonnateur du Réseau Arachide de la Conférence
des Responsables de Recherche Agronomique en Afrique de l’Ouest et du Centre (CORAF) trouve
ici, l’expression de ma profonde gratitude pour l’encadrement rapproché, les conseils et les
encouragements qui m’ont permis de réaliser ce travail.
Je remercie Monsieur Moussa Fall, Directeur de I’ENSA pour la qualité de l’enseignement qui m’a
eté généreusement dispensé; à travers lui mes remerciements s’adressent à l’ensemble du corps
professoral et au personnel Administratif et Technique.
Mes remerciements vont également à :
Monsieur Dogo Se&, chef du CNRA de m’avoir accueilli au sein de cette structure et de m’avoir
fourni un appui constant. Merci pour tout.
Madame Danièle Clavel, chercheur CIRAD/ISRA pour le soutien et la disponibilité dont elle a su
faire preuve à mon égard. A travers elle, je remercie tout le personnel sympatique du Laboratoire
ARASEC.
Monsieur Saliou Ndiaye, Chef du Département Productions Végétales, pour ses conseils
méticuleux.
Messieurs Pape Ibra Samb, Alioune Coly et Saliou Ciss pour l’honneur qu’ils nous font de siéger
dans ce jury.
Je suis heureuse de remercier tout particulièrement Madame Sokhena Sow Tall, MM Ngor Diagne
et Ousseynou Ciss qui n’ont eu de cesse de m’aider à réaliser ce travail ainsi que Ciré Elimane Sa11
pour l’assistance portée dans l’analyse statistique des résultats.
Que Sophie Faye, ma ScEur et amie qui a toujours su m’entourer de sa gentillesse et de sa
compréhension trouve ici, l’expression de ma sincère reconnaissance.
J’exprime également ma reconnaissance à Abdoulaye Faye Sarr et à sa famille pour la disponibilité
dont ils ont su faire preuve à mon égard.
.9 mes promotionnaires, ainsi qu’à tous les élèves ingénieurs de 1’ENSA pour les années passées
ensemble. Sincères amitiés.
Je ne saurai enfin oublier tous mes amis ainsi que le personnel du CNRA pour la sympathie qu’ils
m’ont témoignée. Qu’ils en soient tous remerciés.
u
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--
---
LISTES DES FIGURES
Figure 1
Types de ramification chez l’arachide
Figure 2
Plant d’arachide
Figure 3
Carte variétale de l’arachide
Figure 4
Morphologie d’un Aspergillus
Figure 5
Cycle de développement de AspergiZZus spp
Figure 6
Schéma de détoxication de l’aflatoxine B 1 par traitement à l’ammoniac
Figure 7
Répartition de la pluviométrie décadaire (Nioro)
Figure 8
Evolution de l’humidité relative décadaire (Nioro)
Figure 9
Evolution de la température décadaire (Nioro)
Figure 10
Rendement en gousses (kg/ha) des variétés
Figure Il
Poids de 100 graines (g) des variétés
Figure 12
Contamination naturelle des variétés au champ (graines non stérilisées)
Figure 13
Contamination naturelle des variétés au champ (graines préalablement
stérilisées en surface)
Figure 14
Contamination artificielle des variétés avec la souche banale d’A. jhvus
Figure 15
contamination artificielle des variétés avec la souche d’A. flawrs
Figure 16
Droites de régression entre divers tests de contamination
Figure 17
Populations de spores d’Aspergillus flavus dans le sol à différentes
phases du cycle de la plante
V
LISTES DES TABLEAUX
Tableau 1 :
Teneur en acides gras de l’arachide et recommandations de la FAO.
Tableau II :
Formules brutes des aflatoxines Bi, Bz, GI, Gz, Ml.
Tableau III :
Manifestations pathologiques causées par la consommation de denrées
contaminées par l’aflatoxine Br.
Tableau IV :
Caractéristiques
essentielles des 2 champignons producteurs
d’aflatoxines, Aspergilh~~uvus et A. parasiticus
Tableau V :
Excrétion d’aflatoxines &g/lOOg) en fonction de la température sur
graines inoculées par une suspension de spores d’A_ flavus
Tableau VI :
Teneurs maximales en aflatoxines autorisées par le règlement
CE n01525/98 dans les arachides
Tableau VII :
Liste de variétés mises en test.
Tableau VIII :
Rendements en gousses (kg/ha), et poids de 100 graines (g)
des génotypes.
Tableau IX :
Taux de contamination naturelle (au champ) des graines non stérilisées
en surface.
Tableau X :
Taux de contamination naturelle (au champ) des graines stérilisées
en surface.
Tableau XI :
Taux de contamination artificielle des graines par A. J%VUS
Tableau Xl1 :
Contamination artificielle des graines avec la souche mutante.
Tableau XIII :
Classement des variétés par rapport aux paramètres de la contamination
suivant diverses échelles relatives
Tableau XIV :
Corrélations entre les divers paramètres
Tableau XV :
Evolution de la population de spores par g de sol pour différentes dates
de prélèvement allant du semis à la récolte
Tableau XVI :
Teneurs en huile et aflatoxine B 1
LISTE DES PHOTOS
Photo 1 : Aspergillusflavus, Souche banale
Photo 2 : Aspergil~usflavus, Souche mutante
Photo 3 : Coloration orange caractéristique de l’acide norsolorinique
Photo 4 : Graines d’arachide colonisées par A. J%VUS, souche banale
Photo 5 : Grtines d’arachide contaminées par A. flavus
--
--
vii
LISTE DES ANNEXES
Annexe 1
Plan de l’essai Nioro
Annexe 2
Milieux de culture
Annexe 3 :
Détermination du niveau de contamination du sol par A. flavus
Annexe 4
Humidité des graines à la récolte
INTRODUCTION
L’arachide (Arachis hypogaea L.), légumineuse originaire d’Amérique du Sud est l’un des
oléagineux les plus cultivés dans le monde. Sa production donne lieu à une intense activité de
transformation industrielle pour la fabrication d’huile destinée à la consommation et de
tourteau utilisé en tant qu’aliment de bétail. L’arachide est également une culture vivrière et, à
ce titre, elle intervient pour une large part dans la couverture des besoins alimentaires des
populations. Ses fanes constituent un excellent fourrage pour le bétail.
Au Sénégal, l’arachide occupe une place de choix sur l’échiquier des productions agricoles. Sa
production est estimée à 588,18 1 tonnes durant la campagne 1996-1997, (EKEAO, 1997). De
par les devises que procure sa vente sur les marchés extérieurs, l’arachide représente une
1
importante source de revenus et d’emplois pour les producteurs ruraux et les acteurs de la
filière. Cependant, l’une des contraintes à son utilisation tant en alimentation humaine que
pour le bétail tient à la présence fréquente d’aflatoxines dans les graines.
C”est en 1960 que s’est posée, pour la première fois en Angleterre, la problématique de la
présence des aflatoxines dans les aliments de bétail. Depuis cette époque, cette question ne
cesse de préoccuper aussi bien les pays importateurs que les pays producteurs d’arachides
Les aflatoxines constituent les mycotoxines les plus toxiques connues à ce jour. Ce sont des
métabolites secondaires produits par des souches toxinogènes de champignons s’inscrivant à
deux espèces : Aspergillw jkms et A. parasiticus. Un rôle certain a été attribué en
expérimentation animale à ces aflatoxines dans la formation des lésions hépatiques pouvant
aller jusqu’à la cancérisation du foie chez les animaux nourris à base de produits les incluant.
De fortes présomptions pèsent, d’ailleurs, sur le rôle de ces substances dans l’étiologie du
cancer primitif du foie chez les populations des zones tropicales.
En conséquence, la présence de ces mycotoxines, même en quantités infimes, dans les
aliments destinés à l’homme ou au bétail introduit un risque grave pour leur santé. Ce fait
rev& une importance particulière lorsqu’on sait que les agents générateurs de ces toxines sont
des saprophytes prkents dans presque tous les types de sols et que les conditions de
température, d’humidité relative et la teneur en eau des produits agricoles au moment de la
récolte en milieu tropical sont de nature à favoriser leur prolifération massive. Cela se traduit
-.
chez l’arachide soit par une contamination pré-récolte des gousses et graines, singulièrement
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2
lorsqu’une sécheresse sévit en fin de cycle, soit par une contamination post-récolte lors du
séchage et de la conservation des produits.
Les génotypes d’arachide présentent une sensibilité différente à l’infestation par A. $‘aws et
A. pmasiticus et à la production subséquente d’aflatoxines. Les tentatives de classification de
ces génotypes sur la base de leurs comportements vis-à-vis de ces champignons tendent à
prouver que l’échelle de résistance établie au champ par détermination de la contamination
naturelle n’est pas toujours corrélée avec les résultats de tests de contamination artificielle
menés au laboratoire.
Aussi pour rendre plus effkiente la lutte contre l’aflatoxine par voie génétique, il importe
d’identifier des critères fiables de caractérisation du comportement du matériel végétal face à
la. colonisation par les champignons aflatoxinogènes et à la production subséquente
d’aflatoxines. Cette étape constitue un préalable essentiel à l’élaboration de schémas de
selection pertinents.
Le but de ce travail est de mettre au point une méthode simple de caractérisation fiable du
comportement de divers génotypes vis à vis de la contamination par l’aflatoxine Br. Cette
méthode se fonde sur une technique d’infestation artificielle mettant en œuvre une souche
mutante d’A. faavus productrice d’acide norsolorinique, précurseur de l’aflatoxine. Le but
recherche ici est d’analyser les relations possibles entre d’une part l’extension du pigment
1
orange symptomatique de la présence d’acide norsolorinique dans les graines et, d’autre part
les taux de contamination naturelle des génotypes par A. $&~VUS et leurs teneurs en aflatoxine
Br et d’apprécier, en conséquence, l’intérêt de cette technique pour une caractérisation ex-ante
du comportement des variétés ou lignées d’arachide eu égard à A. Jaws.
Ce document comprend deux parties :
-
La première partie, bibliographique, présente les données générales sur la plante, sa
morphologie et son mode de reproduction ; situe la place de l’arachide dans l’économie
sénégalaise ; analyse les problèmes posés par la présence des aflatoxines dans les produits
et derivés et passe en revue les méthodes de lutte mises en œuvre à diverses échelles.
- La seconde partie, analytique, décrit les expérimentations menées en vue d’une
caractérisation du comportement de 20 variétés d’arachide vis-à-vis de la contamination
1 1 *
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3
par .A. jlavus. Cette caractérisation est réalisée au moyen de tests de contamination
.-
,naturelle et de tests de contamination artificielle mettant en œuvre une souche banale et
une souche mutante du champignon aflatoxinogène. Des corrélations sont calculées entre
ces divers tests en vue de mieux préciser les relations qu’ils entretiennent. Les
performances agronomiques et les caractéristiques technologiques des diverses variétés
,D
sont également déterminées car elles constituent, en plus du comportement vis-à-vis de
‘4. JGVU~, des critères déterminants dans l’option de vulgarisation.
.-
---
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--1-c---
1.
DESCRIPTION DE LA PLANTE.
<mI
1. Généralités
Le genre Aruchis appartient à la Famille des Légumineuses, à la Sous-famille des
Papilionacées, à la Tribu des Hédysurées et, selon A. Chevalier, à la sous-tribu des
Arachidinées (Gil1ier.P. et Silvestre.P., 1969). Le genre Arachis comporte plusieurs espèces
dont la seule cultivée est Arachis hypugaea, décrite par Linné en 1763. De nombreux autres
auteurs l’ont étudié aux points de vue botanique et morphologique.
L’arachide cultivée est une plante annuelle herbacée à fructification souterraine. Originaire
des régions tropicales d’Amérique du Sud, elle a été introduite dans la plupart des pays
tropicaux à partir du XVI” siècle (Pattee H. E. et Thomas S. H., 1995). La plante est
extrêmement plastique ; les températures optimales pour son développement se situent entre
20’ et 35OC ; mais sa croissance est inhibée en-deçà de 10’ et au-delà 45°C. La température
m
agit en fait sur la durée du cycle qui peut varier de 85 jours pour les variétés hâtives en climat
tropical à 180 jours dans les régions froides (Bockelee-Morvan A., 1988).
2. Morphologie
Sa tige primaire, toujours dressée, est le plus souvent ramifiée dès la base. Selon les variétés,
-<
les rameaux sont “rampants”, largement étalés sur le sol ou “érigés” jusqu’à une hauteur de 60
centimètres environ. Le port de la plante représente un des critères essentiels du système de
classification de l’arachide en sous-espèces (Pehaut. Y., 1979). C’est ainsi que Bunting (cité
par Gil1ier.P. et Silvestre.P., 1969) distingue deux groupes au sein de l’espèce selon que la
-.
ramification est séquentielle ou alternée (Fig. 1).
Dans le type séquentiel, les inflorescences apparaissent à plusieurs nœuds successifs des
ramifications et, en général, les rameaux végétatifs ne se forment plus lorsqu’apparaissent les
rameaux reproducteurs. Aussi, les arachides de ce type présentent-elles un axe central, quatre
à six ramifications d’ordre n+l, rarement plus, et très peu de rameaux d’ordre supérieur. Ces
arachides toujours érigées sont généralement peu ramifiées et de cycle court (80 à 100 jours>.
C’est le groupe des Valencia et Spanish.
Dans le type alterné, les ramifications d’ordre n + 1 sont également au nombre de quatre à six,
mais. quelqu&ois en nombre plus important. Elles donnent successivement deux rameaux
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5
végétatifs et deux rameaux reproducteurs. Les rameaux suivants atteignent un ordre élevé et
reproduisent tous la même alternance. Les arachides de ce type peuvent être rampantes ou
érigées ; dans ce dernier cas, leur port est différent de celui du type séquentiel du fait d’une
ramifkation plus abondante qui leur donne une allure buissonnante, C’est le groupe des
Virginia, caractérisé par un cycle plus long (120 à 150 jours) (Gillier. P. et Silvestre .P.,
1969).
n+2
Ramification alternée
Ramification séquentielle
Figure 1 : Types de ramification chez l’arachide : Source : Pattee N.E. ad Stalker H. T., 1995
Le pivot du système racinaire peut s’enfoncer jusqu’à plus d’un mètre de la surface du sol. .Il
présente des formations ligneuses contrairement à la partie aérienne. Les nodules à croissance
indéterminée (Brudjvhizobium),
caractéristiques des légumineuses, apparaissent à l’aisselle
des racines latérales une quinzaine de jours après la levée et se rencontrent surtout dans les 15
premiers centimètres du sol. La tige prolonge le pivot au-delà du collet.
Les rameaux portent des feuilles alternées à deux paires de folioles opposées, de couleur vert-
foncée chez les variétés tardives et, en général, verte plus claire, pour les variétés hâtives. Les
feuilles se forment à chaque nœud de la tige. Elles jouent un rôle de première importance dans
la photosynthèse et s’étiolent lorsqu’elles sont placées dans une obscurité prolongée.
Les inflorescences, très compactes, se situent à l’aisselle des feuilles et comportent 3 à 4 fleurs
entourées de bractées. Les fleurs sessiles sont généralement jaunes, parfois oranges. Elles se
composent d’un calice à 5 sépales soudés en un tube calical portant une corolle papilionacée
.
typique. Les 8 étamines, dont 4 (courtes) ont une anthère sphérique et 4 (longues) une anthère
à déhiscence longitudinale, composent l’androcée. En plus de ces 8 étamines, il existe 2 filets
soudes, ne possédant pas d’anthère ; le plus souvent l’un est plus grand que l’autre. Le pistil
comprend un seul ovaire renfermant 2 à 5 ovules et un seul style très long terminé par un
St&igmate renfle surplombant les anthères.
Du fait de l’enterrement de la base des rameaux cotylédonnaires, les fleurs produites à ce
niveau sont souterraines. Les fleurs qui apparaissent sur le reste de la plante sont aériennes
(Cattan P., 1996).
La date d’apparition des premières fleurs varie selon les variétés et les conditions
agroclimatiques de culture. Dans les régions tropicales, les variétés hâtives qui appartiennent
généralement aux groupes Spanish et Valencia peuvent fleurir dès le 20” jour après le semis ;
alors que les variétés tardives du groupe Virginia ne fleurissent qu’à partir du 25” jour. Dans
les regions tempérées ou d’altitude, la période du semis à la floraison s’allonge pour atteindre
une cinquantaine de jours. En conditions favorables, comme en Afrique de l’Ouest, le nombre
I
de fleurs émises est maximal entre le 40” et le 60” jour après semis, puis il décroît lentement
sans s’annuler (Clavel. D. et Gautreau. J., 1997).
3. Mode de reproduction
L’autogamie est le mode normal de reproduction de cette plante à fleurs cléistogames. mais le
taux: d’allogamie de l’arachide n’est pas pour autant nul et peut varier entre 0.2 et 6.6 % selon
les types botaniques, les variétés, les localités et les insectes pollinisateurs présents. Apres
. .
fécondation, la base de l’ovaire s’allonge à travers les pièces florales pour donner naissance à
un prolongement à structure de tige, le gynophore, qui pointe vers le sol et contient les ovules
fécondées à son extrémité. Le gynophore s’enterre verticalement tandis que la gousse en
formation prend une position horizontale entre 2 et 7 centimètres sous la surface du sol.
Une plante émet entre 400 et 1000 fleurs (Spanish : 600 à 700 fleurs, Virginia jusqu’à 1000
. . .
fleurs) dont 10 à 20 % donneront des gousses qui, cependant, ne parviendront pas toutes à
maturité ; seules les premières gousses formées, correspondant à la floraison “utile”, pourront
7
s’enterrer et mûrir (Schilling R., 1996). Les variétés qui donnent les rendements les plus
éleves, sont celles qui produisent le plus de fleurs durant les premières phases de la floraison.
Les gousses contiennent 1 à 5 graines selon les types botaniques. Leurs caractéristiques ainsi
que celles des graines : réseau, forme, taille, couleur, constituent des critères importants de
classification variétale (Ramanatha Rao V. et Murty U.R., 1994). Les graines dormantes
(Virginia) ou non (Spanish, Valencia) sont recouvertes d’un tégument séminal ou cuticule, de
couleur rose ou saumon ou rouge foncée, rarement blanche, marbrée ou violette, prenant une
teinte plus foncée en vieillissant. Elles se composent de deux cotylédons et d’un embryon dont
I’axe est droit. Cet embryon est une proplantule avec un épicotyle à 3 bourgeons contenant les
ébauches des 6 à 8 premières feuilles et une radicule robuste.
La figure 2 reprend la morphologie globale de la plante.
III---l-l
-_---.
c
FlLt - - - SU1
r
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*
Figure 2 : Plant d’arachide : ,!fbur~e .- Fattee N E. andStalker H. T., 1995
n.
---
-
II. PLACE DE L’ARACHIDE DANS L’ECONOMIE SENEGALAISE
1. Importance de la culture
Le succès de la culture de l’arachide tient principalement à sa capacité de fixation de l’azote
atmosphérique qui lui permet d’assurer un rendement même modéré sur des sols pauvres et
avec un minimum d’interventions. Sa rusticité lui permet de s’adapter à des climats
relativement secs et le développement souterrain de ses fruits la rend moins vulnérable que les
céréales aux attaques extérieures (Annerose D., 1990).
Du point de vue alimentaire, l’arachide est un protéagineux possédant une valeur énergétique
et nutritionnelle importante qui lui permet de jouer un rôle essentiel dans l’alimentation des
populations productrices et également un rôle industriel, donc économique majeur au niveau
nat,ional, par son débouché sur le marché agro-alimentaire international (Khalfaoui. J. L.,
1988). Selon Schilling. R. (1996), la teneur de l’huile d’arachide en certains acides gras est très
proche des recommandations actuelles de la FAO (Tabl. 1).
Tableau I : Teneur en acides gras de l’arachide et recommandations de la FAO.
.-
Acides gras
Recommandations
Huile d’arachide
.-<
Acides gras saturés
25 %
2 1 % (Palmitique)
Acides gras mono-insaturés
50 %
58 % (Oléique)
Acides gras poly-insaturés
25 %
2 1 % (linoléique)
S’owce : FAOhOIL World (1996).
Le rapport linoléiqueloléique peut toutefois varier dans de plus grandes limites, en fonction de
divers facteurs, notamment la variété (Gillier. P. et Silvestre. ‘P., 1969).
L’arachide occupe 50 % des superficies cultivées et, tient de ce fait, une place importante dans
l’économie agricole du Sénégal. La production nationale avoisinait un million de tonnes (,base
coques) au lendemain de l’indépendance. Progressivement, elle a connu une croissance
vertigineuse (1.400.000 tonnes en 1975) puis un déclin progressif à partir des années 80. De
nos jours, elle se situe entre 500.000 et 700.000 tonnes (Freud. C. et al, 1997). Cette baisse
résulte de la conjugaison de multiples facteurs.
1 0
2. Contraintes à la production
L’une des contraintes majeures de la culture de l’arachide au Sénégal réside dans l’instabilité
climatique qui se traduit par l’occurrence fréquente de cycles de sécheresse à partir des
années 70. Ce phénomène, associé à la dégradation progressive de la fertilité des sols,
explique dans une large mesure, la faible productivité des cultures et la mauvaise qualité
sanitaire des produits. Il s’y ajoute d’autres facteurs liés, pour l’essentiel, aux fluctuations des
cours mondiaux des oléagineux, à l’insuffisance du capital semencier aggravé par la qualité
douteuse des réserves personnelles de semences et au désengagement de l’état des circuits
d’approvisionnement en intrants (semences, engrais et matériel d’équipement). Il est bon de
rappeler, à ce propos, que l’arachide bénéficiait de la part de 1’Etat d’un important programme
de soutien matérialisé par la mise en place d’un système de crédit à l’équipement et aux
intrants : c’est le programme agricole. La parfaite intégration dont avait bénéficié sa filière,
depuis la fourniture d’intrants jusqu’à la valorisation et commercialisation des produits avait
fait du Sénégal, l’un des plus grands producteurs en Afrique de l’Ouest, après le Nigeria et le
Soudan.
Mais face à l’endettement croissant du monde rural du fait de la baisse des productions
conskutive aux sécheresses récurrentes, ce programme fut supprimé en 1980. En 1984-85, la
Nouvelle Politique agricole fut mise en place consacrant ainsi le désengagement de 1’Etat de
ses missions traditiomelles d’encadrement du monde rural et le transfert au secteur privé des
fonctions de gestion de sa filière. Cette politique fut renforcée par des politiques dIAjustement
Structure1 (PASI, PASII) et par le Programme d’Ajustement du Secteur Agricole (PASA) dont
les objectifs visaient entre autres, l’accroissement de la productivité par le biais de
l’intensification des cultures. Cependant, des enquêtes réalisées en 1996-97 indiquent que
l’engrais n’était plus apporté directement à la culture de l’arachide depuis l’avènement de la
NPA.
De nos jours, la filière arachidière donne des signes d’essoufflement. Il en résulte une
péjoration du cadre global de la production et de l’exploitation industrielle de ce produit.
Ainsi, la part de l’arachide dans les exportations sénégalaises ne représente plus que 10 % en
1995 ; alors qu’elle en constituait 50 % en 1975, année de production-record. L’outil industriel
dont la capacité de trituration est estimée à 900.000 tonnes se trouve ainsi sous-utilisé en
1 1
raison de la modicité des quantités d’arachide collectées (200.000 - 250.000 tonneslan) (Freud
C. et& 1997).
Parallèlement, on assiste à un développement important de la filière de transformation
artisanale de l’arachide. Celle-ci conduit à l’obtention d’une huile très prisée en milieu rural et
d’u.n tourteau utilisé aussi bien en alimentation humaine que par le bétail. Ces produits font
l’objet d’un important commerce au détail dans les marchés ruraux. Cependant les exigences
de rentabilité de cette activité, largement pratiquée par les femmes, font que seuls les lots de
graines de qualité moyenne à mauvaise peuvent y être destinés ; les bonnes graines étant
réservées à la vente en l’état ou utilisées comme semences. Ce phénomène qui prend de plus
en plus d’ampleur en milieu rural pose un problème de santé publique dans la mesure où la
matiere première mise en œuvre ainsi que les produits qui en dérivent sont suspectés de
contamination par A. jkvus et de pollution par l’aflatoxine (Gaye M., 1997 ; Routière A. et
a/., 1997).
Et pourtant, la dévaluation intervenue en 1994 semblaient donner de nouvelles opportunités à
la relance de la production arachidière. C’est ainsi que les exportations de produits arachidiers
qui s’élevaient à 9,3 milliards en 1992 ; 8,7 milliards en 1993 avaient atteint 30 milliards en
1994. C’est dire que la production et l’exportation industrielle de l’arachide bénéficient encore
de reels atouts sur les marchés extérieurs.
La production d’arachide de bouche, jadis développée en culture pluviale, présente aujourd’hui
de reelles perspectives de relance en tant que culture de diversifïcation dans la région du
fleuve. Sa culture sous irrigation est de plus en plus maîtrisée offrant ainsi de nouvelles
opportunités de production de semences de haute qualité et d’arachide de bouche et de
confiserie (Dimanche P., 1997).
Compte tenu de la place potentielle de l’arachide dans l’économie agricole sénégalaise, de
nouvelles mesures ont été mises en œuvre en vue de la relance de sa culture. Cependant celle-
ci ne pourra porter ses fruits qu’à la condition que des avancées significatives soient
enregistrées dans certains secteurs-clefs de la filière.
1 2
3. Les points vulnérables de la filière
Le raccourcissement de la saison pluvieuse en zone Nord et l’apparition fréquente de poches
de skcheresse au centre et au sud du Sénégal posent le problème fondamental de l’adaptation
des variétés actuellement vulgarisées. D’importantes recherches ont été menées au Sénégal en
vue de la création de variétés précoces. Elles ont abouti à la création de GM-35 (85 jours) et
Ffeur 11 (90 jours). La mise en culture de ces variétés, en plus de la variété de cycle court
traditionnellement cultivée (55-437 : 90 jours), contribue à élargir la gamme de choix des
producteurs et constitue même une alternative à l’utilisation de la variété 55-437,
singulièrement dans les zones à pluviométrie déficitaire (Fig. 3).
D’autres travaux de recherche visant la mise au point de variétés physiologiquement adaptées
à des sécheresses sévissant en cours de cycle ont fourni des résultats prometteurs ; les
premières générations issues des croisements étant en phase de tests multilocaux (Clavel D.,
1998)
La recherche de variétés de plus en plus adaptées aux conditions changeantes du milieu et
présentant de bonnes performances agronomiques constitue donc un préalable essentiel à
l’am~élioration durable de la production arachidière au Sénégal.
La. problématique de la qualité hygiénique et sanitaire de l’arachide a pendant longtemps
constitué un point d’achoppement à la transformation industrielle et à la valorisation
alimentaire des produits arachidiers. Et si, au niveau industriel, la SONACOS a réussi à
mettre au point un procédé effkace de détoxication du tourteau d’arachide contaminé par
l’aflatoxine, la présence de cette toxine dans les denrées de consommation courante (arachide
de bouche et de confiserie, farine d’arachide entrant dans la composition d’aliments composés)
se pose encore avec acuité et obère considérablement les perspectives de commercialisation
de l’arachide de bouche sur les marchés extérieurs régis par une réglementation relativement
sévère en la matière. Il importe, par conséquent, qu’un effort soutenu soit consenti en vue de
la rksolution de cette contrainte ; faute de quoi l’économie sénégalaise ne pourra pas tirer le
meilleur parti des opportunités qu’offre l’arachide de bouche, produit à haute valeur ajoutée. 11
s’y ajoute les implications de la consommation des denrées contaminées par les aflatoxines sur
la santé des populations.
Enfin, il faut rappeler qu’après l’arrêt du programme agricole en 1980, la production
arachidière est réalisée en grande partie à partir des semences issues de l’écrémage des graines
13
destinées à l’huilerie. L’hétérogénéité de ce matériel et sa faible valeur semencière ont vite fait:
de convaincre les décideurs de la nécessité de définir une politique semencière plus réaliste.
>-
De nos jours, l’on s’accorde à reconnaître que la politique de relance de la culture de
l’arachide n’aura de chance de réussir qu’à la condition de mettre à la disposition des
producteurs, des semences de bonne qualité et en quantités suffisantes. La production et le
renouvellement de ces semences doivent obéir à des schémas de multiplication rigoureux en
- -
vue d’une bonne préservation de leurs potentiels génétiques intrinsèques.
La mise en œuvre de ces mesures dans un nouveau cadre institutionnel marqué par la création
du Comité National Inter-professionnel de 1’Arachide (CNIA) devrait permettre de réaliser des
progrès significatifs dans l’effort de relance de la culture arachidière.
Ce comité regroupe l’ensemble des acteurs de la filière arachide qui, avec le désengagement
de Etat, ont désormais la charge de conduire la destinée de ce produit.
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Figure 3. Carte variétale de l’arachide 1996
Laboratoire d’Afl&oxine - ISRA-CNRA - Centre Nhmal de la Recherche Agronomique- B.P. 53
__ ____ -
-_. .---. -
- - - - - - - - - ----_- 4 (221) 973 60 5O/SI/S4 - Fau (221) 973 60 52 -E-mail Jkrac~a@t&com~lus.sn
:
-C&=A : 0120 212
15
III. GENERALITES SUR LES AFLATOXINES
Les aflatoxines sont des mycotoxines excrétées par des champignons appartenant au genre
AspergiZZus. Les deux principales espèces productrices de ces toxines sont Aspergilhsflavus,
Link ex Fries et AspergiZZmparasits - Speare.
Le problème des aflatoxines fût posé pour la première fois au Royaume Uni, en 1960, suite à
une hétacombe observée dans un élevage de dindes dont la ration alimentaire incluait de
l’arachide en provenance du Brésil. Des recherches ultérieures ont montré que cette
pathologie, alors appelée “maladie X des dindes” (Blount W.P., 1961) était causée par d’es
toxines produites par AspergiZZusJlavus (SargeantK. et al, 1961) d’où le nom qui en dérive
(Aflatoxines : Afla = A. flavus, toxines = toxines).
Les aflatoxines constituent une grande famille de composés de structures chimiques voisines
(Tabl. II). On en dénombre une vingtaine à ce jour ; mais l’attention est généralement portée
sur les aflatoxines Bl, B2, Gr, GZ et Mr car ce sont elles que l’on retrouve le plus fréquemment
dans les denrées de consommation courante et qui, par conséquent, font l’objet d’une
régl‘ementation stricte dont la sévérité constitue un obstacle majeur à l’effort d’utilisation
alimentaire et de commercialisation des produits arachidiers sur les marchés internationaux
(Swindale L. D., 1987).
Tableau II : Formules brutes des aflatoxines Br, Bz, GI, Gz, MI.
Source : OiMs, 1979
.-
1 6
Les autres molécules d’aflatoxines sont, pour la plupart, des dérivés de transformation par les
animaux ou les bactéries de celles ci-avant mentionnées. Parmi toutes les aflatoxines,
l’aflatoxine Bl est la plus importante, parce que la plus fréquemment rencontrée et la plus
toxïque.
Les aflatoxines du groupe B se distinguent de celles du groupe G par au moins trois
caractéristiques essentielles : (i) la couleur de leurs spots sous lumière ultraviolette (365 nm),
-_
(ii) leurs distances de migration sur plaque chromatographique dans un système solvant donné
et, enfin, (iii) la conformation de leurs molécules (Keenan J. I et Savage G. P., 1994)
- Les aflatoxines B ont une couleur bleue, une distance de migration plus
courte et le dernier noyau de leurs molécules est un cyclopentenone
- Les aflatoxines G présentent une couleur verte ; leur distance de migration
est supérieure à celles des aflatoxines B et leur dernier noyau est un
hétérocycle incluant une fonction lactone.
Les aflatoxines du groupe 1 (Br, Gr, Mr) ont la particularité de posséder un groupement
bifuranique comportant une double liaison 2-3 vinyl-ether sur le premier noyau
cyclopentanique. Cette double liaison est le site d’interactions spécifiques avec certains
constituants cellulaires. Elle peut, en particulier, être epoxydée par des mono-oxygénases
miorosomiques pour former 1’Aflatoxine Br2, 3 epoxyde, métabolite très actif, susceptible
d”interférer dans le métabolisme de I’ARN et de I’ADN et de conférer ainsi à cette toxine un
pouvoir à la fois cancérogène et mutagène (Frayssimet. C, 1982).
Les aflatoxines du groupe 2 (Bz, Gz, Mz) se caractérisent par l’absence de la double liaison sur
le noyau bifuranique.
1. Toxicité des aflatoxines
Les aflatoxines, singulièrement l’aflatoxine Br, se classent parmi les substances cancérogènes
les plus puissantes connues à ce jour. Cependant, la sensibilité à ces composés varie selon
l’espèce, l’âge et l’état nutritionnel.
Parmi les animaux, la truite et les volailles s’avèrent être les plus sensibles avec des DL50
inférieures à 1 mgkg (Frayssinet. C., 1982; Pier A. C.,1986). De même, les monogastriques
17
,-
dont on sait que la DL50 est comprise entre 1 et 10 mg/kg sont réputés être plus sensibles que
les polygastriques qui, eux, ont la possibilité d’induire des modifications moléculaires grâce à
leur flore bactérienne, ôtant ainsi à ces substances tout leur potentiel initial de toxicité. Les
vaches laitières transforment dans leurs mamelles, l’aflatoxine B1 en aflatoxine Ml tout aussï
toxique. On parle alors de “toxicité de relais”.
La toxjcité des aflatoxines se manifeste chez les animaux par une symptomatologie
relativement variée : phénomènes nécrotiques et hémorragiques chez les oiseaux,
proliférations cellulaires au niveau des canalicules biliaires, augmentation du volume des
hémacies, hémorragies intestinales chez les mammifères. (Pohland A. C. et Wood G. E.,
1987).
Chez l’homme, des études épidémiologiques conduites en Afrique, en Asie et aux Etats-Unis
ont montré que l’ingestion d’aflatoxïnes a une incidence certaine sur l’étiologie du cancer du
foie. Cet effet cancérogène a été mis en évidence chez des espèces animales soumises à des
expé.rimentations de longue durée. De plus, les études réalisées par Clifford J. 1. et al. (1967)
chez le rat et par Zucherman A. J. et aZ. (1967) sur les cellules de foie humain en culture ont
montré que les aflatoxines sont des inhibiteurs de synthèse extrêmement actifs. En fait, elles
induisent le blocage de la synthèse de I’AEKN, de I’ADN et des protéines.
L’jingestion de doses d’aflatoxïnes relativement importantes provoque une intoxication aiguë.
L’ingestion de faibles doses sur une période relativement longue induit une intoxication
chronique.
L’aflatoxine n’est pas une toxine spécifique à l’arachide, même si celle-ci en constitue le
substrat de prédilection. On la retrouve, entre autres, sur le riz, le manioc, le maïs
(Pohland A. C. et Wood G. E., 1987). Le tableau III récapitule les cas d’aflatoxïcoses aiguës et
sub-aiguës ainsi que leurs manifestations pathologiques observées dans certains pays.
-- ---
18
Tableau III : Manifestations pathologiques causées par la consommation de denrées
contaminées par l’aflatoxine Br.
--
Aliment
Nombre de
Manifestations
Pays
cas étudiés
- -
Taiuran
hépatite, 3 décès
Ouganda
manioc
hépatite, 3 décès
hépatite chez 3 indiv.
Inde
2 0
arachide
puis cirrhose
Plusieurs
hépatite, plus de 100
Inde
maïs
0,25 - 15
centaines
décès
Source : Conservation et stockage des grains et graines et produits dérivés (Tome Il) 1982
D’une manière générale, les sujets jeunes sont plus sensibles à ces toxines que les sujets
âgés; un état nutritionnel peu satisfaisant constitue un terrain favorable à l’expression des
effets délétères de ces toxines (Lafont. P. et Lafont. J., 1982)
2. Les champignons aflatoxinogénes
On connaît actuellement deux champignons capables de produire des aflatoxines : A. $kvw
et A, purasiticus. Ces champignons appartiennent à la Classe des Deuteromycètes ou “Fungi
Imperfecti”, à l’ordre des Hyphales et au Genre AspergilZus. Au sein de ce genre, on
denombre une vingtaine d’espèces dont les plus courantes en dehors de celles précitées sont :
A. rriger, A. candidus, A. fumigatus, A. nidulans, AI ochraceus, A. terreus, A. versicolor
(Richard-Molard. D., 1982)
Aspergillus jbvus et A. parasiticus sont des champignons saprophytes. A l’inverse des
champignons parasites, ils ne sont pas capables de bien se développer sur des tissus de plantes
d’arachide en état de fonctionnement végétatif normal. En revanche, leur croissance se déroule
normalement sur des organes morts ou sur des tissus en quiescence, sans activité métabolique
importante. Toutefois, ces champignons peuvent parfois se comporter en parasites facultatifs
(Pettit R. E., 1990). En effet des cas de parasitisme ont été signalés lorsqu’ils envahissent les
111
---11--w
__-.. -
-
19
plants d’arachide directement ou lorsqu’ils attaquent des tissus rendus sensibles par le stress
environnemental (déficit en eau; attaques d’insectes, de nématodes....). L’exemple le plus
connu est 1”‘aflaroot” dont les symptômes se manifestent d’abord par des tâches sur les
cotylédons, suivies du développement d’une moisissure vert-jaune. Il s’ensuit une pourriture
rapide des plantules, 4 à 8 jours après germination de la graine. Si l’attaque est plus tardive, on
observe une pourriture sèche des feuilles cotylédonnaires, mais celle-ci n’entrave pas le
développement ultérieur de la plante. Le champignon reste alors localisé à l’état latent dans les
cotylédons jusqu’à complète disparition de ceux-ci. Toutefois, le développement racinaire s’en
trouve quelque peu affecté. Les plantes ainsi attaquées présentent un nanisme accusé, mais
peuvent parfois se rétablir rapidement si les conditions deviennent favorables (Subrahmayam.
P. et a& 1992).
2-l.
Morphologie et biologie.
Les moisissures du genre A~ergillus sont des organismes pluricellulaires dont l’appareil
vegetatif, le thalle, est formé d’un long filament ramifié et souvent cloisonné, appelé hyphe.
En début de croissance, l’ensemble des hyphes constitue un mycélium visible à l’œil nu. Celui-
ci se présente comme une sorte de feutrage à la surface des graines colonisées. Ces
champignons ne sont pas dotés d’une capacité photosynthétique. La structure filamenteuse du
thalle le rend particulièrement apte à coloniser les substrats solides. En raison de leur ubiquité
et de leurs possibilités d’adaptation physiologique à diverses conditions écologiques, ces
moisissures sont des organismes très redoutables sur les grains et graines, notamment au cours
du stockage.
AspergilIusJlavus et A. parasiticus se reproduisent par voie végétative en formant des spores
(conidies) qui prennent naissance au niveau des hyphes spécialisés appelés conidiophores
dont la longueur varie entre 300 et 500 prn (Milddleton k. J. et al., 1994). Une vésicule prend
naissance à la terminaison de chaque conidiophore. Sur cette vésicule apparaissent des
cellules conidiogènes, les phialides au niveau desquelles se différencient les conidies qui, à
maturité, se présentent en longues chaînes de couleur jaune-verdâtre, dans J’axe des phialides
(Pettit R. E., 1990) (Fig 4).
Ces deux champignons producteurs d’aflatoxines se différencient par leurs caractères
morphologiques et par la nature de leurs métabolites (Tabl. IV).
20
Lég;ende
:
C : conidies
Cp : Conidiophore
My : Mycélium
Figure 4 : Morphologie d’un Aspergillus
Source : RichurdM. D., 1982.
Tableau IV: Caractéristiques essentielles des 2 champignons producteurs d’aflatoxines,
Aspergilhsflavus
et A. parasiticus
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E&wt&risti~ues
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A. parasMm
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i Le plus souvent unisériée,
Structure du conidiophore
i Régulierement bisériée
1 parfois mixte
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; De presque lisse a
Conidie
I Nettement verruqueuse
I Iégerement rugueuse
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Couleur de la colonie
1 jaune-Verdâtre
: vert foncé
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!
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I Irrégulière, présence de
’
Surface de la colonie
[ compacte, veloutée
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._...-__.. f l-l...-...” .._.” .-...-........ “” ._...” ...__.” ..-..... -...-.” “- ...” “-... ,.
[ AFBl + AFB2 et acide
: AFBl + AFB2 +AFGl -I-
Mtabolites
i cyclopiazonique
1 MG2
[ (protéolytique)
/ (lipolytique)
Source : Diener U. L. , 1986.
Protégées par une paroi cellulaire résistante et disposant de substances nutritives de réserve
accumulées au moment de la conidiogénèse, les spores constituent, dans une certaine mesure,
une forme de conservation du champignon lui permettant, en conditions adverses (sécheresse,
températures sub-optimales) de survivre au mycélium qui lui a donné naissance. Lorsque les
conditions environnementales deviennent extrêmes, ces champignons produisent des
sclerotes, formes de survivance encore plus durables (Diener U. L et David N. D, 1986).
2 1
Un thalle peut produire une dizaine de millions de spores sur une graine. Lorsque les
conditions hygrothermiques sont favorables, la spore produit un premier filament mycélien
qui, en se ramifiant au fur et à mesure, donne naissance à une colonie présentant un amas
mycelien de forme circulaire à partir duquel se différencient progressivement les
conidiophores et les conidies de la nouvelle génération.
En conditions optimales, ce cycle s’accomplit en 48 heures ; mais en règle générale, il s’étale
sur 5 à 10 jours (Richard M. D., 1982) (Fig. 5).
Figure 5 : Cycle de développement de AspergiZhm spp.
Source : Richard M D., 1982
2-2.
Conditions de toxinogénèse
La présence d’A. Jlavzcs et A. ~~Wkzs dans les denrées végétales n’induit pas forcément la
production d’aflatoxines. La synthèse de celles-ci est fonction des conditions
environnementales (température et humidité relative), de la nature du substrat, du stade de
développement des champignons et de leur aptitude à produire ou non des aflatoxines. Ainsi,
si ces champignons sont capables de se développer à des températures comprises entre 10 et
45T (Diener U. L et David N. D, 1986), la synthèse des aflatoxines, elle, n’intervient qu’à des
températures situées entre 20 et 35°C ; lorsque l’humidité relative est comprise entre 80 et
ml-
.-----
r
2 2
-.
85%. Ces conditions atmosphériques sont très fréquemment rencontrées en Afrique tropicale
sèche ou humide, singulièrement en période de récolte. Dès lors, l’on comprend aisément que
les produits végétaux, notamment l’arachide, constituent dans ces zones, les substrats de
predilection des champignons aflatoxinogènes, surtout au moment de la récolte, lorsque les
-.
gousses renferment 30 à 35% d’eau.
De plus, la température conditionne le niveau de toxicité (Tabl V) : plus elle est élevée, plus la
proportion d’aflatoxines hautement toxiques excrétée (aflatoxines Br, GI) est grande.
- ”
Tableau V: Excrétion d’aflatoxines ($g/l OOg) en fonction de la température sur des
graines inoculées par une suspension de spores d’A. flavus
Température
Aflatoxine
Afktoxine
Aflatoxine
I
A&itOXiIX?S
d’incubation
Bl
GI
WGI
%+Ch
20 “C
4 6 0
4.000
0.11
4.460
3 0 “C
5750
10.000
0.57
15.750
Source : Diener U. L et David N. D, 1986
La libération des toxines n’intervient généralement qu’au terme du développement du
ch.ampignon, ce qui nécessite au moins trois jours, en conditions optimales.
3. Méthodes de lutte
La lutte contre la contamination de l’arachide par l’aflatoxine a fait appel à diverses méthodes
dont. l’intérêt spécifique et I’applicabilité se sont avérés variables.
3-l.
Prévention de Ia contamination au champ
La aontamination de l’arachide est un processus qui commence au champ dès lors que l’agent
..
causal (4. Jlavus) est un champignon présent dans presque tous les types de sol rencontrés en
Afrique.
:P
-.
2 3
--
3-1-1. Techniques culturales
Les mesures préventives visant à minimiser le risque d’infestation des arachides au champ ont
concerné plus particulièrement l’arachide de bouche, produit à haute valeur ajoutée dont la
qualité est déterminante pour l’exportation sur les marchés extérieurs. Ces mesures s’insèrent
dans un paquet technologique cohérent et s’appliquent à diverses phases de conduite de la
culture :
a’
Au moment du semis, il est indiqué d’utiliser des semences de bonne qualité,
préalablement soumises à un traitement fongicide et insecticide pour les prémunir
contre les attaques d’insectes et d’arthropodes d’une part et des microorganismes du sol
responsables des maladies à la levée (fonte des semis), d’autre part (Pettit R. E. et ul,
1994.);
N
La culture de variétés dont le cycle coïncide avec la durée de la saison pluvieuse
permet d’éluder le risque de stress hydrique et thermique en fin de cycle ; les
-_
sécheresses de fin de cycle ayant généralement pour effet d’accroître le risque de
contamination de l’arachide avant récolte (Mehan V. K. et al, 1984).
*
Le déficit hydrique du sol entraîne une baisse de l’absorption du calcium et d’autres
-.
éléments minéraux dont les plantes ont besoin pour maintenir leur vigueur et assurer
leur croissance. En conséquence, les pratiques culturales favorisant le maintien de
l’humidité dans le sol sont vivement recommandées : une technique relativement
simple consiste, par exemple, à effectuer un sarclage et à entasser les mauvaises
herbes entre les lignes de semis en vue de limiter le phénomène de l’évaporation de
l’eau. Une autre technique tout aussi efficace de conservation de l’eau dans le sol
consiste à effectuer le “radou” qui par rupture de la capillarité limite la remontée de
l’eau en surface (Bâ A., 1990).
Au cours du développement végétatif des plantes, on observe dans certaines régions,
des attaques d’iules (myriapodes diplopodes). Les perforations pratiquées sur les
gousses par ces “mille-pattes” favorisent l’invasion massive de celles-ci par les
champignons aflatoxinogènes. L’application de techniques de lutte éprouvées contre
.-
ces iules (appâts empoisonnés) permet de limiter considérablement ces dégâts.
__
L’élimination des pieds flétris, niches de contamination par A. Jlavus permet de limiter
la prolifération des spores au sein de la culture.
2 4
* La réalisation de la récolte au moment opportun (et pas trois semaines après en
pensant donner ainsi aux dernières générations de gousses, une chance supplémentaire
de parvenir à maturité) et l’application de techniques visant à raccourcir au maximum
la phase critique de séchage de la graine dont l’humidité doit être ramenée de 40 % à la
récolte à moins de 9 % après séchage, permettent d’obtenir un bon rendement en
arachide de bonne qualité, y compris sur le plan sanitaire (Rouzière A., 1996).
a
Une précaution supplémentaire consiste à empêcher la réactivation des champignons
aflatoxinogènes en cas de pluies tardives survenant lorsque les plantes récoltées sont
mises en andains ou en meules. Elle consiste à ouvrir immédiatement les meules et à
remettre les plants en andains, gousses au soleil, pour ramener aussi rapidement que
possible l’humidité de celles-ci à un niveau incompatible avec le développement de ces
champignons (Ba A., 1983).
o
Une solution élégante mais chère pour résoudre à la fois le problème de la récolte et
du séchage consiste à recourir à la technique de l’égoussage en vert. Les gousses sont
séparées des plantes soit à la main, soit au moyen de petites machines puis mises à
sécher rapidement au soleil, en couche mince. 11 convient de noter que I’égoussage en
vert constitue une excellente technique pour garantir l’intégrité de la coque et des
-_
graines ; le battage manuel favorisant leur cassure et leur invasion subséquente par
A. ji’uvus.
3-l-2. La résistance génétique
De nombreux espoirs ont été placés dans l’amélioration génétique en tant que moyen de venir
à bout de la contamination de l’arachide par A. Jlavus et de sa pollution par l’aflatoxine. En
effet, la recherche de génotypes faiblement infestés par le champignon a représenté la
stratégie longtemps privilégiée par les sélectionneurs pour enrayer le risque de contamination
par I’aflatoxine. Ainsi divers paramètres physiques (Porter D. M., 1986 ; Mixon A. C., 1980 ;
Pettit R. E. et al, 1976) : résistance mécanique différentielle de la coque des génotypes faisant
intervenir le rapport sclerenchyme/plectenchyme, épaisseur du tégument séminal des graines,
présence ou non d’une couche cireuse sur la surface des graines ou biochimiques (Szerszen J.
B. et Pettit R. E., 1992 ; Mixon A. C., 1980) : composition en acides aminés, teneur en tannins
et en polyphénols du tégument;
ou physico-chimiques : perméabilité tégumentaire des
graines appréciée par mesure de la conductivité ionique des eaux de trempage des graines or&
été évalués pour servir d’indicateurs de sélection de variétés tolérantes à A. j7avus (Ba A., et
25
aZ, 1986) j; mais ils se sont avérés inconsistants parce que n’ayant pas permis d’opérer une
classification hiérarchique des variétés eu égard à leurs comportements en cas d’infestation
par A.jlavus.
D’autres travaux de sélection ont tenté de mettre à profit les résultats de tests de criblage
fondés sur la résistance à la colonisation par A. jlavus de graines réhydratées et
artificiellement infestées par une suspension de spores du champignon aflatoxinogène (Mehan
-.
V. K. et aZ., 1989). Me Donald et ctl. (1981) ont démontré que certaines variétés présentaient
une résistance variétale significative à l’invasion par A. Jlavts des graines mures,
réhumidifiées et stockées. Cependant les génotypes sélectionnés suivant cette méthode ont
montré au champ une résistance relativement insuffisante
En définitive, les travaux réalisés sur la sensibilité de différents cultivars à la contamination
_^
par les aflatoxines semblent indiquer qu’en réalité il n’existe pas chez l’arachide une réelle
résistance à l’infestation par A. spp ; mais plutôt différents niveaux de sensibilité.
Presentement, on dispose de variétés connues pour leurs bons niveaux de tolérance à A. j%wus
au laboratoire et, dans une certaine mesure, au champ : il s’agit de 55437 (Sénégal), Jll
(ICRJSAT), PI 337 394 F et PI 337 409 (USA) (Pettit R. E. et aZ.,1976; Waliyar F. et al.,
1994,; Mixon A. C. et Roger K. M., 1973).
Des recherches récentes en cours aux Etats-Unis, en Grande Bretagne font entrevoir de
nouvelles perspectives de progrès dans la voie de la résistance génétique. En effet, elles ont
permis d’émettre l’hypothèse selon laquelle des plantes d’arachide contaminées par
A. ~7~s auraient la possibilité de produire des substances antifongiques (phytoalexines) leur
permettant ainsi de se défendre contre l’infestation par le champignon et la contamination par
l’aflatoxine (Mohanty. B. et al., 1991; Strange R.N. et Subba Rao P.V., 1994). D’autres
travaux mettent à profit l’aptitude de souches mutantes obtenues par irradiation aux rayons
ultraviolets de souches banales dX $%~US, à produire un précurseur coloré de l’aflatoxine :
l’acide norsolorinique (Bennett J.W., 1978) pour tenter de mettre au point une méthode de
criblage fiable des génotypes d’arachide ; la présence et l’extension de ce pigment à la surface
ou & l’intérieur des cotylédons traduisant l’aptitude du matériel végétal à être infesté par
A.. ~ZUVZ.O et à supporter la production d’aflatoxine (Lopez. Y.,1994). Des travaux antérieurs
utili.sant ces souches mutantes pour le criblage du maïs pour la tolérance à I’infestation par
A. j!m.s (Keller N.P. et al, 1994) ont permis d’aboutir à des résultats satisfaisants.
-_
26
Selon Clavel D. et Ba A. (1998), il existe probablement une relation entre la contamination
naturelle des variétés d’arachides par A. fkawrs et leur ratio WL (acide oléique/acide
linoléique). Ce ratio pourrait présenter un intérêt en tant qu’indicateur de la tolérance variétale
de l’arachide à A.Javus en pré-récolte.
3-2.
Méthodes curatives
Elles font généralement appel à des procédés physiques, chimiques ou physico-chimiques et
consistent dans l’élimination de la toxine par écart des lots contaminés, ou par extraction au
moyen de solvants, ou par destruction “in situ”.
3-2-l. Méthodes physiques
a) Le tri
Il est exclusivement mis en œuvre pour améliorer la qualité de l’arachide de bouche en graines
ou en coques :
-
Le tri manuel consiste à éliminer à la main les graines ou gousses présentant des
défauts de présentation décelables à l’œil nu ;
-.
-
Lu méthode de Dickens consiste en un examen au stéréomicroscope des arachides
tout venant livrées par les cultivateurs et permet d’éliminer les graines endommagées,
les graines cassées, les coques vides et de déceler la présence d’A. Jlaylcs à condition
d’opérer dans des conditions rigoureuses d’échantillonnage. Cette méthode qui
entraîne le rejet de 70 % des lots, lors de très mauvaises récoltes, n’a pas eu
d’application pratique.
- Le tri au décorticage consiste en un procédé de décorticage pneumatique à deux
niveaux de pression, conçu pour séparer les graines très polluées de celles dont le
niveau de contamination est acceptable. Dans une première phase de mise sous
pression, la perméabilité des coques permet l’égalisation des pressions de part et
d’autre de la gousse. Puis, lors de la brusque détente ultérieure, seules les coques
saines sont brisées, alors que les coques trouées restent en l’état et peuvent par
conséquent être éliminées. Cette méthode qui conduit également à l’élimination d’une
---------
27
fraction importante des graines n’a, à ce jour, pas trouvé d’application pratique,
probablement en raison de l’investissement en matériel coûteux qu’elle requiert.
- Le tri après décorticage exploite le principe de trieurs mécaniques comme le
séparateur zig-zag. Il repose sur la différence de densité des graines polluées,
généralement plus légères qui sont aspirées par un courant d’air ascendant à travers
un séparateur à chicanes. Plusieurs recyclages sont nécessaires. L’efficacité de la
séparation qui doit tenir compte de différences très faibles de densité apparente
conduit à l’élimination d’une fraction importante des graines, rendant ainsi peu
pratique ce procédé.
- Le 2ri électronique est basé sur la fluorescence émise par les graines contaminées
-.
lorsqu’elles sont observées en lumière ultraviolette. Le procédé testé au Sénégal est
diffkile à mettre en œuvre : il nécessite des réglages différents d’une récolte à l’autre
et conduit à des écarts de triage importants surtout lorsque les lots sont constitués
d’un mélange de variétés différentes. Il ne semble pas permettre l’élimination des
graines dont la contamination est inférieure à 200 ppb d’aflatoxine (Viroben G.,
1982)
Devant l’efficience douteuse et la faible rentabilité économique de la plupart des méthodes de
tri du fait des rejets importants qu’elles entraînent, d’autres voies visant à éliminer la toxine au
sein des produits contaminés par dénaturation ou extraction de celle-ci ont été envisagées.
b) Le traitement thermique
L’aflatoxine B 1 résiste à des températures supérieures à 100°C sans subir une modification de
sa structure moléculaire. Aussi, les essais de détoxication basés uniquement sur un traitement
thermique se sont-ils révélés inefficaces. Toutefois certaines expériences menées sur du
tourteau de coton contenant 15 à 20 % d’eau et soumis à un traitement thermique à 100°C
pendant 2h ont abouti à un taux de destruction de la toxine de l‘ordre de 80 % mais la qualité
du produit s’en est ressentie car il s’en est suivi une dénaturation des protéines (Mann G.E. et
al’., 1967). En conséquence le traitement thermique, à lui seul, ne constitue pas une méthode
efficace de lutte contre l’aflatoxine.
2 8
Selon Kane A. (1995), l’utilisation du rayonnement solaire constitue une voie possible
d’élimination de l’aflatoxine de l’huile artisanale, mais il reste à s’assurer de l’irréversibilité de
la réaction de modification de la molécule toxique.
3-2-2. Méthodes chimiques
Compte tenu de la solubilité des aflatoxines dans les solvants, son extraction au moyen de
ceux-ci a été proposée comme moyen de décontamination. C’est ainsi que l’acétone acqueuse,
le methanol, les mélanges azéotropiques “acétone-hexane-eau” ou “isopropanol-eau” ont fait
l’objet de nombreux essais (Dollar, 1969 cité par Viroben G., 1982) qui se sont avérés
concluants.
Par ailleurs, il a été démontré que l’addition d’eau favorise l’extraction comparativement à
l’utilisation exclusive des solvants.
La détoxication au moyen de solvants paraît à priori séduisante car elle présente peu de
risques de formation d’autres produits ayant des effets physiologiquement néfastes.
L’extraction peut être faite et le solvant, récupéré sans danger majeur de dénaturation des
proteines. Mais la mise en œuvre de cette technique nécessite une installation spéciale. De
plus, certains solvants (l’acétone par exemple) laissent souvent subsister dans le produit une
odeur préjudiciable à son acceptabilité en alimentation animale.
L’utilisation effkiente de solvants à des f2ns de détoxication doit nécessairement satisfaire à
un certain nombre de préalables qui peuvent se résumer comme suit :
- Inactiver les aflatoxines par destruction ou transformation de celles-ci en
métabolites dont la toxicité est reconnue comme négligeable ;
-
Ne pas laisser subsister de résidus dus au traitement et qui seraient toxiques ou
incompatibles avec la santé de l’animal ;
-
Préserver au mieux la valeur nutritionnelle du tourteau ;
- Etre facile à mettre en œuvre et d’un prix de revient compatible avec celui des
autres matières premières concurrentes.
L’utilisation d’acides, d‘anhydrides et d‘agents oxydants ne permet pas de réaliser une
détoxication suffisante. Les aldéhydes, à l’exception du formol (Codifier L. P. Jr. et al., 1976)
1*
----
*
i- ,
+-T7
Figure 2 : Plant d’arachide : Soztrce : Pattce N. E. and Stalker H. T, 1995
29
-.
sont d’un prix de revient trop élevé malgré leur efficacité. En revanche, les agents alcalins
apparaissent comme étant les réactifs les plus intéressants : chaux, carbonate de soude, soude
et surtout les bases volatiles : ammoniac, méthylamine.
L’ammoniac a suscité beaucoup d’intérêt en tant qu’agent alcalin de détoxifkation des
-
tourteaux d’arachide contaminés par les aflatoxines (Ba A. et al., 1982) en raison de son état
gazeux et donc de son pouvoir de diffusion rapide dans le produit à traiter. Un schéma type a
été proposé (Goldblatt L. A, 1977) concernant le mode d’action de l’ammoniac sur l’aflatoxine
(Fig. 6).
L’ammoniac bénéficie d’un préjugé favorable compte tenu de son action sur certains produits
cellulosiques (pailles, balles de riz) utilisés dans l’alimentation des ruminants. Contrairement
aux agents alcalins liquides, il ne nécessite pas de neutralisation préjudiciable à l’équilibre en
-.
minéraux du produit fini, l’ammoniac en excès pouvant être facilement éliminé (Ba A., 1983).
A la SONACOS (Société Nationale de Commercialisation des Oléagineux du Sénégal), où
une unité de détoxification des tourteaux d’arachide d’une capacité de production d’environ
-_.
6 tormes/heure a été mise en place, une solution astucieuse a été trouvée. Il s’agit d’associer
l’action de l’ammoniac et du formol sous pression réduite, dans un procédé “voie humide” où
-.
les tourteaux sont réhumidifiés avec 10 % d’eau. L’ammoniac est ajusté à la quantité
nécessaire à la détoxification, ce qui évite les grandes difficultés technologiques posées par la
récupération du réactif en excès.
11.
“-m-1
u-s-.
y *
3 0
Figure 6 : Schéma de détoxication de l’aflatoxine B 1 par traitement à l’ammoniac.
-
La mise en œuvre de ce procédé, unique en son genre en Afrique permet aujourd’hui à cette
societé d’exporter le tourteau d’arachide détoxiqué sur les marchés les plus exigeants.
-
3-2-3. La lutte intégrée
Elle consiste à associer l’utilisation de variétés tolérantes à A. $GIVXY avec l’application stricte
des techniques culturales préventives et des techniques de tri manuel, mécanique ou
.__
électronique. Sa mise en œuvre offre de réelles chances d’obtention d’une production
d’arachide de bouche ou de confiserie dont la qualité satisfait, dans une mesure appréciable,
- -
aux normes hygiéniques et sanitaires édictées par le commerce international. En ce qui
concerne le marché européen avec lequel le Sénégal entretient des relations commerciales
-_
privilégiées, l’Union Européenne a élaboré une nouvelle réglementation en matière de
tolérance des aflatoxines dans les graines d’arachide destinées à l’alimentation humaine. La
-.
sévérité de ces normes donne une idée de l’importance et de la complexité de la problématique
de l’aflatoxine dans les pays africains et au Sénégal en particulier (Tabl VI).
-
u
‘---
- _-- --__
31.
Tableau VI : Teneurs maximales en aflatoxines autorisées par le règlement CE no1 525/98
dans les arachides
--
-
Aflatoxi nr
Mode de prélèvement
Produit
,
d’échantillons
Bl
Méthode d’analyse de
--I
référence
Arachides, fruits à coque et
fruits séchés
1. Arachides, fruits à coque et
4
Directive
Directive
fruits séchés et les produits
98/53/CE
98/53/CE
dérivés de leur transforma-
tion, destinés à la consomma-
tion humaine directe ou
comme ingrédient de denrées
alimentaires
2 . Arachides, destinées à être
s’owmises à un traitement de
triage ou à d‘autres méthodes
Directive
physiques avant leur consom-
Directive
98/53/CE
98/53/CE
mation humaine ou leur
1 5
utilisation comme ingrédient
-
de denrées alimentaires.
Source : Dimanche P., 1998.
-_
-m-111111-
_.
--.--
--
<-
-
-
-_
----_-.-.-_. <.”
--_--__
32
1. PRÉSENTATION DE L’ESSAI
La réalisation de cette étude a nécessité la mise en place d’un essai au champ.
1. Objectifs de l’essai
Le but de cette expérimentation est d’étudier le comportement des variétés d’arachide vis-à-vis
de la. contamination naturelle par A. jkvus au champ et de rechercher les relations possibles
entre, d’une part ce paramètre et d’autre part, la contamination par l’aflatoxine, la
contamination artificielle par une souche banale d-4. @vus et par une souche mutante
d%Z. $~VUS productrice de l’acide norsolorinique.
L’oh.jectif spécifique de cette étude est d’apprécier l’intérêt de l’utilisation de la souche mutante
à des fins de caractérisation du comportement des variétés vis-à-vis d’A. $~VUS,
comparativement à la souche banale d!4. $lavw dont les résultats ne sont pas souvent en
accord avec les niveaux de contamination observés au champ.
2. Conduite de l’expérimentation
L’expérimentation a été réalisée sur un sol sablonneux de type “dior” caractérisé par un
pH <: à 5.6 et une teneur en matière organique relativement faible (0.3 à 0.6 %).
Le précédent çultural est une jachère. Le sol a subi un labour superficiel suivi d’un épandage
d’engrais (6-20-10) à raison de 150 Kg/ha et d’un hersage. Le semis a été réalisé après une
pluie de 58 mm. Les graines préalablement traitées par un mélange fongicide-insecticide ont
été semées à raison d’une graine par poquet. L’écartement entre les lignes est de 50 cm et la
distance entre les poquets sur la ligne est de 15 cm.
Au cours du développement végétatif, deux binages ont été réalisés. Les variétés ont été
récoltées à des dates correspondant à leurs maturités physiologiques respectives, appréciées
par ~vérification après décorticage de l’apparition d’une couche brune sur la face intérieure des
coques.
Apres récolte, les plants sont mis à sécher sur de petites claies en prenant soin de disposer les
gousses vers le haut, de manière à favoriser leur séchage rapide.
33
II. MATÉRIEL ET MÉTHODES
1. Matériel
l-l. Matériel végétal
L’essai compte 20 variétés dont (5) vulgarisées au Sénégal et (15) introduites de I’ICRISAT.
Ce matériel inclut deux témoins locaux de sensibilité (GH 119-20) et de résistance (55-437) à
l’infestation par A. J%WUS. La liste des variétés ainsi que leurs cycles et origines est indiquée
dans Xe tableau VII.
Tableau VII : Liste de variétés mises en test.
-_.--
.-~
--..-.. ----~-_
Variété
Code
Origine
Cycle (jours)
55-437
Vl
Sénégal
9 0
ICGV 87084
v2
ICRISAThde
9 0
-
ICGV 87110
v3
ICRISAThde
9 0
ICGV 87779
v4
ICRISAThde
105
ICGV 878 15
v5
ICRISAThde
105
ICGV 87821
V6
ICRISAThde
105
ICGV 87836
v7
ICRISATllnde
105
ICGV 87845
V8
ICRISAThde
9 0
ICGV 88262
v9
ICRISAT/Inde
105
ICGV 88274
VlO
ICRISAThde
105
ICGV 89063
Vil
ICRISATAnde
105
ICGV 89065
v12
ICFUSAT/Inde
9 0
ICGV 89112
v13
ICRISAThde
9 0
ICGV 91283
v14
ICRISAThde
9 0
Jll
v15
ICRISAT/Inde
9 0
GH 119-20
V16
Sénégal
120
Fleur 11
VI7
Sénégal
9 0
GC 8-35
V18
Sénégal
85
73-33
v19
Sénégal
Var 27
v20
._._“._” ..-....-. “_.“_“_ -..-.- I
ICRISATIInde
----..._<.--
34
‘l-2. Matériel biologique
Le matériel biologique mis en œuvre dans cette étude comporte :
* une souche indigène d’A. ~7~~s isolée à partir du sol de la parcelle expérimentale
(photo 1) et
?? une souche mutante d!4. Jlavus obtenue de Coliege Station-Université du Texas
(Etats-Unis) (photo 2)
Photo 1 : AspergilllrssJfavus,
souche banale
Photo 2 : AspergilllusJlavrcs,
Souche mutante :
35
‘l-3. Matériel de laboratoire
- E t u v e
-
Balance de précision Mettler
-
Hotte à flux laminaire
- Agitateur va-et-vient
- Autoclave
- Agitateur Vortex
- Microscope
- Loupe binoculaire
-
Chambre de lecture à U.V
- Evaporateur rotatif
-
- Broyeur (Warring-blendor)
- Extracteur Soxhlet
-
Verrerie : boîtes de Pétri, Erlenmeyers, fioles jaugées, béchers, ballons, tubes à essais,
pipettes, ampoules à décanter, colonne à verre fiité, microseringues Hamilton, plaques
chromatographiques prêtes à l’emploi, cuve d’élution
2. Méthodes
2.1. Dispositif expérimental
Le dispositif adopté dans le cadre de cet essai est un lattice rectangulaire (5 x 4) constitué de 3
répértitions, avec 20 traitements (variétés). La randomisation a été faite grâce au logiciel
G.ENSTAT
La surface de l’essai est de 780 m2; la surface utile est constituée de 60 microparcelles de (4 x
2)m2 (cf. plan de l’essai dans YAnnexe 1)
2.2. Détermination du taux de contamination naturelle des graines
par A. jlavus
Le test de contamination naturelle des graines permet de déterminer le niveau potentiel de
contamination de celles-ci au champ si elles étaient placées dans des conditions optimales de
36
croissance des champignons présents à leur surface. Ce test est mis en œuvre dans deux
conditions différentes :
a) la non stérilisation préalable des graines permet le développement de l’ensemble de la
mycoflore présente à leur surface ;
b) la stérilisation superficielle des graines, elle, n’autorise que la croissance des
champignons (dont A. jlavus et A. parasiticus) capables de s’implanter solidement
dans le tégument séminal à travers leurs hyphes ; éliminant du coup les champignons
occasionnellement associés à ceux-ci.
-
cas des graines non stérilisées
Quatre lots de 10 graines provenant d’échantillons de gousses prélevés au hasard dans chaque
sous-parcelle (chaque sous-parcelle correspond à une répétition d’un génotype) sont trempées
(1 mm) dans de l’eau distillée stérile puis mises à ressuyer sur une feuille de papier buvard. Ce
traitement a pour but de leur conférer une humidité favorable au développement des champignons
presents à leur surface, en même temps qu’il permet de se rapprocher le plus possible des
conditions opératoires mises en œuvre lors de la contamination artificielle des graines. Après
élimination de l’excès d’eau par ce procédé, elles sont placées une par une dans des boîtes de Pétri
(à raison de 10 graines par boîte) contenant le milieu Agar-Rose bengale. (cf. Annexe 2a) et mises
à incuber pendant une semaine. Les graines colonisées par A. ji’avus/A. parasiticus sont
dénombrées à travers une observation minutieuse des caractéristiques morphologiques des
champignons présents à leur surface au moyen d’une loupe binoculaire et, au besoin, d’un
microscope.
-
cas des graines stérilisées
La stérilisation superficielle des graines a consisté en un trempage de celles-ci (2 min) dans
une solution alcool éthylique/eau (70/‘3O’/v) suivi de 2 rinçages successifs (1 min) à I’eau
distillée stérile. Après ressuyage, les graines sont placées dans des boîtes de Pétri contenant le
milieu Agar-Rose bengale et mises à incuber pendant une semaine dans les mêmes conditions
que précédemment. Le comptage des graines colonisées a été réalisé selon la même technique.
37
2.3. Détermination du taux de contamination artificielle des graines
par une souche banale d’A. fzavus
Le test de contamination artificielle permet de soumettre les graines préalablement stérilisées
à une forte pression d’une souche banale d’A. Jlavus. Ce faisant, le champignon qui se trouve
ainsi à l’abri de toute compétition de la part des autres champignons initialement présents sur
le tégument séminal, se développe dans des conditions environnementales optimales. Ce test
permet donc d’apprécier le comportement intrinsèque des génotypes sous la pression
prépondérante de A. $?~VUS.
La technique consiste à tremper les graines dans une solution alcool éthylique-eau (70/30v/V)
_^
pendant 2 minutes en vue de les stériliser en surface, puis après rinçage à l’eau distillée stérile
et ressuyage, à les tremper dans une suspension de spores d’A. Jlavus. Cette suspension
provient d’une culture d’A. Jlavus réalisée sur milieu Agar-Rose Bengale dans 10 boîtes de
Pétri. Après une semaine d’incubation les spores sont récoltées par raclage et lessivage de la
sui-face des cultures au moyen d’eau distillée (500 ml) contenant du Tween 80 à la
concentration de 0,05 O~‘I’~. La présence du Tween permet d’abaisser la tension superficielle
de la solution et d’améliorer ainsi la dispersion des spores au sein de la solution et leur
adhesion à la surface des graines mises à y tremper.
-
Pour chaque génotype, quatre lots de 10 graines provenant d’échantillons de gousses prélevés
au hasard dans les sous-parcelles correspondantes sont soumis à ce traitement. Les graines
ainsii infestées artificiellement sont placées une à une dans des boîtes de Petri (à raison de 10
graines par boîte) puis mises à incuber pendant une semaine. Les graines effectivement
colonisées par le champignon aflatoxinogène sont dénombrées, après examen à la loupe
binoculaire.
2.4. Détermination de la sensibilité des graines à l’infestation par une
souche mutante d’A.Jlavus
La technique de contamination artificielle des graines par le mutant sur milieu PDA (annexe
2b) est la même que celle mise en œuvre pour la souche banale d’A. @vus. Par contre la
lecture des boîtes se fait quatre (4) jours après incubation par une coupe transversale des
graines et par une observation de l’extension de la coloration orange symptomatique de la
présence de l’acide norsolorinique suivant l’échelle décrite ci-dessous. En effet le mutant
présente la particularité de produire de l’acide norsolorinique, composé précurseur de
3 8
--
l’aflatoxine Bl, à la différence de la souche banale d’A. jlcww dont le métabolisme conduit à
terme à la production d’aflatoxines. La quantité d’acide norsolorinique excrétée sur une graine
par le mutant est supposée être fonction de la sensibilité de celle-ci à l’infestation par A.Javas
et à la production subséquente d’aflatoxines. Si l’on accepte cette hypothèse, en conditions
d’infestation artificielle, les variétés résistantes ne devraient autoriser qu’un faible niveau
d’accumulation de ce composé ; alors que les variétés sensibles devraient en concentrer des
quantités plus importantes.
Forte coloration :
couleur orange couvrant plus de 50 % de la
-.
section transversale de la graine.
Coloration moyenne :
couleur orange couvrant entre 25 et 50 %de
la graine.
Coloration faible :
couleur orange couvrant moins de 25 % de
la graine.
Coloration nulle :
absence de couleur orange.
Le nombre graines de chaque classe est multiplié par 1; 0,50; 0,25 et 0,Ol respectivement
pour les colorations forte, moyenne, faible et nulle.
Photo 3 : Coloration orange caractéristique de l’acide
-.
Norsolorinique (revers de la boîte photo 2)
3 9
2.5. Détermination de l’humidité des graines à la récolte
-
L’humidité des graines à la récolte a été déterminée par calcul de la perte de poids
d’échantillons fraîchement récoltés et soumis à un séchage à l’étuve à 105°C jusqu’à poids
--
constant. La formule utilisée est la suivante
Humidité (%) =
(Poids fi-ais - Poids sec) x 100
Poids frais
2.6. Détermination du niveau de contamination du sol par A. flavus
-
La détermination de la population d’A. flavus dans le sol a été effectuée au moyen de la
technique des dilutions successives. Quatre échantillons de sol sont prélevés à la tarière, au
niveau de chaque sous-parcelle, à une profondeur de 20 cm. Après assemblage et
homogénéisation un échantillon moyen de 10 g est prélevé. Celui-ci est mis en suspension
dans un tube à essai contenant de l’eau distillée stérile additionnée de Tween 80 à 0,05% ‘Iv et
le volume final est porté à 50 ml au moyen de la même solution. Après agitation (agitateur
Vortex) 5 ml de cette suspension sont prélevés et transférés dans un second tube à essai dont
le volume final est porté à 50 ml par ajout de la solution eau-Tween 80 (dilution 1). Il en a été
ainsi jusqu’à la dilution 4. Puis 1 ml de chaque dilution es transféré et uniformément réparti
dans une boîte de Pétri contenant un milieu Agar-Rose.
Le comptage des colonies d’A. $‘UVUS est réalisé au moyen d’une loupe binoculaire après 7
jour;s d’incubation dans l’atmosphère du laboratoire. Le niveau de contamination du sol est
exprimé en nombre de propagules d’A. $kvz&gramme de sol (Annexe 3).
2.7. Détermination de la teneur en huile des génotypes
La teneur en huile des génotypes a été déterminée par extraction de celle-ci à partir d’une
mouture fraîche de graines à l’aide de l’hexane, dans un extracteur Soxhlet. Après élimination
de l’hexane par passage au rotavapor, l’extrait est porté à sec par étuvage jusqu’à poids
constant pour éliminer toute trace du solvant, puis pesé. La formule utilisée est la suivante :
Teneur en huile %
=
Poids échantillon d’huile porté à sec x 100
(base mouture fraîche)
Poids frais mouture
.-
40
2.8. Détermination de la teneur en aflatoxine des génotypes
La teneur en aflatoxine a été déterminée sur des échantillons moyens de 25 g de mouture
d’arachide deshuilée (Soxhlet) obtenus à partir des graines de chaque génotype. L’aflatoxine a
été extraite par un mélange de chloroforme (250 ml) et d’eau distillée (25 ml) après 30 min
d’agitation en présence d’hyflosupercel. 50 ml de cet extrait sont versés à travers une colonne
munie de verre frité constituée de bas en haut de 2 g de sulfate de sodium anhydre, de 5 g de
-
gel de silice et 3 g de sulfate de sodium anhydre.
L’extrait a été purifié par passage successif de 100 ml d’éther et 100 ml d’hexane, ce qui
permet respectivement d’éliminer les pigments et les traces d’huile. L’aflatoxine est éluée par
100 ml d’un mélange chloroforme/méthanol (97/3v/v). L’éluat est porté à sec (Rotavapor) et
repris par 10 ml d’un mélange benzènelacétonitrile (98/2). Une aliquote de cette solution est
injectée dans un Chromatographe Phase Liquide Haute Performance (HPLC) préalablement
étalonné à l’aide de solutions pures d’aflatoxine Bl de concentrations croissantes dans le
systeme solvant benzène/acétonitrile (98/2).
L,‘absorbance maximale de I’aflatoxine Br est lue à la longueur d’onde de 360 nm.
2.9. Analyse des données
.-
L’analyse statistique des données a été réalisée au moyen du logiciel MSTAT.
-
4 1
III. RESULTATS EXPERIMENTAUX
1. Conditions environnementales
a) Parasitisme
A la levée et tout au long du cycle végétatif des plantes, aucune attaque significative d’un
quelconque déprédateur n’a été notée. Toutefois, quelques taches symptomatiques de
cercosporioses précoce (Cercospora arachidicola) et tardive (Phaeosariopis personata) ont
éte relevées çà et là sur les feuilles de quelques génotypes au cours des 2” et 3” décades de
Septembre ; mais le niveau des attaques n’augure d’aucun effet dépressif sur les rendements.
b) Pluviométrie
La pluviométrie totale enregistrée durant l’expérimentation au niveau de la station est de :
582 mm. Ce cumul est supérieur à la moyenne enregistrée 8 ans sur 10 durant les périodes de
sécheresse relative sur ce même site (520 mm) depuis 1966. Sa distribution est marquée par la
manifestation de périodes relativement plus pluvieuses (3= décade de Juillet : 90,3 mm, 2”
décade d’Août : 116,8 mm, 3” décade d’Août : 86,5mm et 2” décade de Septembre : 86,5 mm)
(Fig.. 7). Toutefois l’on notera que les besoins en eau des plantes ont été suffisamment
couverts, singulièrement durant les phases les plus critiques correspondant à la floraison
(AoGt) et à la formation des gousses (Septembre). De plus, durant le séchage des plants en
andains puis en petites meules, aucune pluie n’a été enregistrée, ce qui réduit d’autant le risque
de contamination des produits lorsqu’on sait que les pluies tardives sont un puissant facteur
d’exacerbation de l’infestation de l’arachide par A. flavus, au champ.
c) Humidité relative
L’humidité relative minimum croît progressivement de Juin (27 %) à la 3” décade d’Août où
elle atteint 87 %, puis décroît jusqu’à 49 % à la 3” décade d’octobre. L’humidité relative
m’aximum, elle, varie de 73 % en Juin à 93 % durant la 3” décade de Juillet puis se maintient
pratïquement a cette valeur jusqu’à la récolte (Fig. 8).
d) Température
Les températures minima s’établissent entre 22 et 25°C et ne présentent que de faibles
Vari;ations tout au long du cycle de développement des plantes. En revanche, les températures
..-
42
maxima baissent progressivement de 39°C en Juin à 31°C à la mi-Août. Elles se stabilisent
maintenir autour de 34°C durant le mois d’octobre (Fig. 9).
Il convient de rappeler que l’humidité relative et la température sont des facteurs qui ont une
incidence déterminante sur la croissance des champignons aflatoxinogènes. Les valeurs
enregistrées au cours de cette expérimentation, singulièrement en période de récolte
(HR max = 94 et T” max z 35°C) n’excluent point pour ces champignons la possibilité de se
développer et de produire des aflatoxines ; lorsque de surcroît les techniques de récolte mises
en ceuvre n’autorisent pas un séchage rapide des plants.
.-
“ -
43
>-
--
Figure 7 : Répartition de la pluviométrie décadaim (Nioro)
Ï
“ -
+l-hEDf
-a---Mn
-~_.._.--~ I
0 l-7-v-- 6 , , , , , , / , , ,
,
_. - ._. _ .
.~
---------- -----.-.--,_ --- ...- --.
.-
Figure 8 : Evolution de l’humidité relative décadaire (Nioro)
-
, , , , , , ) ( , , / / 1
Figure 9 : Evolution de la températmz décatie (Nioro)
. .
44
2. Performances agronomiques : rendement en gousses et poids de 100 graines
Les performances agronomiques des génotypes mis en tests sont indiquées dans le tableau ci-
dessous :
Tableau VIII : Rendements en gousses (kg/ha), et poids de 100 graines (g) des génotypes.
Variété
Rendement en
Poids de 100
gousses (TsZg/ha)
graines (g)
55-437
1860 abcd
33.73
cde
ICGV 87084
1474 abcd
38.33
c d
ICGV 87110
2160 ab
39.40
c d
ICGV 87779
1048
d
31.37
de
ICGV 87815
1547 abcd
49.73 ab
ICGV 87821
1343 abcd
28.97
e
ICGV 87836
1138
c d
28.77
e
ICGV 87845
1268 bc
42.30
c
ICGV 88262
1381 abcd
41.47
c
ICGV 88274
1903 abcd
32.67
de
ICGV 89063
1823 abcd
32.63
de
ICGV 89065
1767 abcd
47.67 b
ICGV 89112
1602 abcd
33.90
cde
ICGV 91283
1776 abcd
37.03
cde
Jll
1869 abcd
33.47
cde
GH 119-20
2055 abc
38.17
c d
Fleur 11
2267 a
55.03 a
Gc 8-35
1984 abcd
34.60
cde
73-33
2262 a
50.53 ab
Var 27
2024 abc
42.30
c
M O Y
1727,55
38,60
c v
17.77
8.13
Effet variétal
***
**x
C.V : Coefficient de Variation
*** : Effet très hautement significatif
LES moyennes ayant la même lettre ne sont pas signiJicativement d@érentes au seuil 5% (Test
de Newman-Keuls)
ppas @lus petite amplitude significative) gousses = 515,33 ; ppas graines = 5,19.
a) rendement en gousses
Les variétés présentent une différence hautement significative pour cette variable, avec un
coef*ficient de variation de 17,77 *A. Fleur 11 et 73-33 présentent des rendements respectifs
;
*-II--
45
-
(2267 kg/ha, 2262 kg/ha) significativement différents de ceux de tous les autres génotypes. La
première fortement demandée en milieu rural, enregistre une progression limitée de sa culture
en raison de l’insuffisance des semences de base ; en revanche, la seconde est largement
cultivée au Sénégal.
La comparaison multiple des moyennes (Test de Newman-Keuls) révèle que les génotypes
ICGV 87 779 et ICGV 8’7 836 enregistrent les rendements respectifs les plus faibles
(1138 kg/ha et 1048 kg/ha) ; ceux-ci diffèrent significativement des génotypes les plus
productifs (Fleur 11 : 2267 kg/ha, 73-33 : 2262 kg/ha, ICGV 87 110 : 2160 kg/ha, GH 119-20
: 2055 kg/ha, Var 27 : 2024 kg/ha) mais pas des autres génotypes.
Les rendements des autres génotypes (CG 8-35, ICGV 88 274, Jll, 55-437, ICGV 89 063,
ICGV 91 283, ICGV 89 065, ICGV 89 112, ICGV 87 815, ICGV 87 084, ICGV 88 262,
ICGV 87 821 et ICGV 87 845) bien que variant dans de larges proportions (1268 kg/ha à
1984 kg/ha) ne présentent aucune différence significative entre eux (Fig. 10)
Figure 10 : Rendement en gousses (kg/ha) des variétés
40
b) poids de 100 graines
Le poids de 100 graines est une caractéristique technologique importante qui permet de
définir le grade de l’arachide de bouche à l’exportation. Fleur 11, 73-33 et ICGV 87 815 dont
les poids respectifs de 100 graines (55,03 g ; SO,53 g et 49,73 g) sont les plus élevés diffèrent
signiikativement
de tous les autres génotypes à l’exception de ICGV 89 065
(47,6 g). :Parmi ces derniers, ICGV 87 845, VAR 27 et ICGV 88 262 qui ont des poids de 100
graines variant entre 41 g et 42,30 g diffèrent significativement de ICGV 88 274, ICGV 89
063, ICGV 87 779, ICGV 87 821 et ICGV 87 836 dont les poids de 100 graines sont les plus
faibles et varient entre 28,7 g et 32,6g. Tous les autres génotypes occupent une position
intermédiaire par rapport à ce paramètre (fig. 11).
Figure 11 : Poids de 100 graines (g) des variétés
47
3. Comportement des variétés vis-à-vis de la contamination par .4. flavud
A. pamsiticm
a) Contamination naturelle des arachides au champ
- Cas des graines non stérilisées
Les résultats de ce test sont présentés dans le tableau IX.
Tabkeau IX :Taux de contamination naturelle (au champ) des graines non stérilisées
en surface.
Variété
Taux de contamination (%)
ICGV 87779
94,2
(76.53) a
ICGV 87836
90,8
(72.52) ab
ICGV 87821
87,5
(69.52) abc
ICGV 88262
74,2
(59.50) abcd
ICGV 88274
65
(53.81) abcde
Fleur 11
54,2
(48.26)
bcdef
ICGV 91283
53,3
(47.07) bcdef
ICGV 87845
51,7
(45.97)
cdef
73-33
50
(45.01)
cdef
GH 119-20
48,3
(44.03)
cdef
ICGV 89063
43,3
(41.12)
def
ICGV 87815
42,5
(40.55)
def
ICGV 87110
39,2
(38.66)
def
ICGV 89112
34,2
(34.69)
def
Jll
33,3 (34.26)
def
ICGV 89065
25,8
(30.47)
def
Var 27
25
(29.73)
def
5 5 - 4 3 7
22,5
(27.99)
e f
ICGV 87084
17,5
(24.09)
e f
GC 8-35
15,8 (21.52)
f
MOY.
44,77
C.V. (Y&)
23.39
Effet
***
C.V. : Coefficient de variation
*** : Effet très hautement significatif.
Les mqyennes ayant la même lettre ne sont pas sign@cativement diférentes au seuil 5 % (Test
de Newman-Keuls)
ppas (plus petite amplitude significative) = 17,ll
Les valeurs entre parenthèses ont subi une transformation angulaire
48
Ils permettent de noter que GC-8-35 est le génotype le plus résistant à A. jkws (15,8 %)
(groupe 2). Une différence significative est notée entre son taux de contamination et ceux de
ICGV 87 779, ICGV 87 836, ICGV 87 821, ICGV 88 262 et ICGV 88 274 (65 à 94,2 %) qui
constituent le groupe le plus sensible au champignon (groupe 1) et au sein duquel aucune
différence significative de comportement vis-à-vis de A. jkvus n’est relevée entre les variétés.
De même, aucune discrimination n’a pu être faite entre le lot des 13 variétés restantes sur la
base (de leurs taux de contamination respectifs. Toutefois, l’on peut tenter de classer celles-ci
en 2 catégories : les moyennement résistantes (17,5 à 43,3 %) : ICGV 87 084, 55-437, VAR
27, ICGV 89 065, Jll, ICGV 89 112, ICGV 87 110, ICGV 87 815, ICGV 89 063 (groupe 4)
et les moyennement sensibles (48,3 à 65 %) : GH 119-20, 73-33, ICGV 87 845, ICGV 91
283, Fleur 1’1 (groupe 3) (Fig. 12).
100,o
-
90,o
80,O
70,o
60,O
SO,0
40,o
30,o
20,o
10,o
090
Vanétés
Figure 12 : Contamination naturelle des variétés au champ (graines non stérilisées)
49
- Cas des graines préalablement stérilisées en surface
Les résultats sont indiqués dans le tableau X.
Tableau X :Taux de contamination naturelle (au champ) des graines
stérilisées en surface.
Variété
Taux de contamination
(O/ 1
ICGV 87836
9,56
(80.80)
a
ICGV 87821
8,79
(70.15)
ab
Fleur 11
6,46
(60.59)
abc
ICGV 88262
7,07
(59.54)
abc
Jll
6,35
(54.58)
abc
ICGV 87845
6,29
(53.62)
abc
ICGV 87084
5,8 1 (49.93)
abc
ICGV 91283
5,47
(46.44)
abc
ICGV 88274
4,58
(41.36)
abc
ICGV 89063
3,23
(34.54)
abc
ICGV 87815
3,03
(33.58)
abc
ICGV 87779
3,08
(33.46)
abc
ICGV 89112
3,70
(33.30)
abc
73-33
3,02
(33.05)
abc
GH 119-20
2,88
(30.18)
abc
ICGV 89065
1,47
(22.70)
bc
Var27
1,46
(22.21)
bc
ICGV 87110
1,15
(18.86)
bc
5 5 - 4 3 7
0,39
(9.347)
C
GC 8-35
0,45 (6.976)
C
M Q Y .
39,76
c.v (%)
4 9 . 9 2
***
C.V. : Coefficient de variation
*** : Effet très hautement significatif
Les moyennes ayant la même lettre ne sont pas sign$cativement
diflérentes au seuil 5
% (Test de Newman-KeuIs)
ppas @lus petite amplitude significative) = 28,64
Les valeurs entre parenthèses ont subi une transformation angulaire
Ils révèlent à l’évidence, que ce test est faiblement discriminant. Toutefois, il fait ressortir une
difftbrence significative entre d’une part : ICGV 87 836 et ICGV 87 821 apparaissant ici
comme les variétés les plus sensibles (95,6 *A et 87,9 % respectivement) (groupe 1) et d’autre
50
part, W-8-35 et 57-437 qui se révèlent ici être les plus résistantes (4,5 % et 3,9 %
respectivement) (groupe 2).
Les taux de contamination des 16 autres variétés ne présentent pas de variation significative
selon le test statistique de comparaison des moyennes mis en œuvre. Toutefois, l’on peut
retenir que, compte tenu de leurs taux relativement faibles, ICGV 87 110, VAR 27 et ICGV
89 0615 (Il,5 % ; 14,6 % et 14,7 % respectivement) sont moyennement résistantes (groupe 4) ;
alors que GH 119-20, 73-33, ICGV 8 9 112, ICGV 87 779, ICGV 87 815, ICGV 89 063,
ICGV 88 274, ICGV 91 283, ICGV 8 7 084, ICGV 87 845, Jll, ICGV 88 262 et Fleur 11
28.8 ‘D/o à 64.6 %) sont moyennement sensibles (groupe 3) (Fig. 13 ).
Variétes
Figure 13 : Contamination naturelle des variétés au champ (graines préalablement
stérilisées en surface)
5 1
b) Contamination artificielle des graines par A. j&zvw
- Cas de la souche banale d’A.flavus
La photo 4 montre la colonisation des graines d’arachides soumises a une contamination
artificielle par la souche banale d’A. jkzvus
Photo 4 : Graines d’arachide coloniskes
parA.jZmzt.s, souche banale
Les résultats (Tableau XI) permettent de distinguer 3 groupes de variétés mais dans chacun
desquels on ne note cependant, aucune différence significative entre les individus.
-.
Le groupe 1 réunit les variétés les plus sensibles à A. ~?‘avus : (96 à 100 %) ICGV 87 821,
ICGV 87 262, ICGV 87 779, ICGV 87 836, ICGV 87 815 et Fleur 11. La variété
ICGV 89 065 (48,8 %) apparaît comme étant la plus résistante au champignon aflatoxinogène
(Groupe 2). Le Groupe 4 rassemble les variétés moyennement résistantes à A. $‘avus (62,8 %
à 75,7 OA) : 73-33, GC-8-35, 55-437, Jll, ICGV 87 084, ICGV 87 110, ICGV 87 845 et
GH 119-20.
Le lot des variétés restantes (groupe 3) (80,6 à 90,96 %) comprend ICGV 91 283,
ICGV 88 274, VAR 27, ICGV 8 9 063 e t ICGV 8 9 112 que l’on peut qualifier de
moyennement sensible à A. jkzvus (Fig. 14).
5 2
Tableau XI : Taux de contamination artificielle des graines par A. J~WUS
Variété
Taux de contamination (%)
ICGV 87821
100 (90.05) a
ICGV 88262
99,4
(87.01) ab
ICGV 87779
98,3
(83.98) abc
ICGV 87836
98,5
(83.98) abc
ICGV 87815
94,9
(80.11) abcd
Fleur 11
96,7
(79.67) abcd
ICGV 91283
90,9
(72.68) bcde
ICGV 88274
90,4
(71.99)
bcde
Var 27
87,6
(69.39)
cdef
ICGV 89063
83,5
(68.01)
def
ICGV 89112
80,6
(65.18)
e f
73-33
75,7
(61.23)
e f
GC 8-35
74,3
(60.02)
e f
5 5 - 4 3 7
745 (59.65)
e f
Jll
73,9
(59.56)
e f
ICGV 87084
73,7
(59.01)
e f
ICGV 87110
71,2
(57.61)
e f
ICGV 87845
69,6
(56.91)
e f
GH 119-20
62,8
(52.77)
f
ICGV 89065
43,8 (41.63)
g
M O Y .
68,17
C.V.
8.05
Effet
***
C.V. : Coefficient de variation
*** : Effet très hautement significatif.
Les moyennes ayant la même lettre ne sont pas siguificativement différentes au seuil 5 % (Test
de Newman-Keuls)
ppas (plus petite amplitude significative) = 10,OS
Les valeurs entre parenthèses ont subi une transformation angulaire
53
Variétés
-
F’igure 14 : Contamination artificielle des variétés avec la souche banale
d’Aspergillusflt.zvm
5 4
- cas de la souche mutante de A. Jlavus
La présence et l’extension de la couleur orange symptomatique de la production d’acide
-.
norsolorinique par le mutant à l’intérieur des graines constitue le principal critère de
classification. Elle est appréciée par observation visuelle de la coupe transversale des graines
infestées après 4 jours d’incubation (photo 5).
Photo 5 : Graines d’arachide contaminées par A. j7avus, souche
mutante
-
Boîte A : Coupe transversale des graines de la Boîte B.
1 : coloration orange supérieure à 50%
2 : coloration nulle
3 : coloration comprise entre 25 et 50 %/
Les résultats (tableau XII ) indiquent que ICGV 87 821, ICGV 87 836 et ICGV 88 262
présentent les plus fortes extensions d’acide norsolorinique dans leurs graines. Elles
apparaissent donc comme étant potentiellement les plus sensibles à l’infestation par
A. jl;ravus et à la contamination par l’aflatoxine (groupe 1) sur la base de l’hypothèse
préalablement énoncée. Leurs notations relatives (0,6 l-0,64) sont significativement
diffkentes de celles de tous les autres génotypes à l’exception de ICGV 87779,
ICGV 87 815 et ICGV 88 274 qui peuvent être considérés comme moyennement sensibles
(groupe 3) (0,41-0,53).
.-
55
Les autres génotypes caractérisés par une faible extension d’acide norsolorinique dans leurs
graines ne présentent pas de différence significative entre eux ; toutefois, on peut les
distinguer en deux groupes : ceux qui sont caractérisés par un bon niveau de résistance (O,lO-
0,12) (groupe 2) : VAR 27, 55-437, ICGV 87 084, 73-33, Jll, CG-8-35 et ceux qui présentent
un niveau moyen de résistance (groupe 4) (0,15-0,27) ICGV 89 065, ICGV 87 845, ICGV 91
283, ICGV 89 112, ICGV 87 110, ICGV 89 063, GH 119-20, Fleur 11 (Fig. 15).
Tableau XII : Contamination artificielle des graines avec la souche mutante.
Vari&
Notation visuelle ’
ÏCGV 87821
0,64 a
ICGV 878’36
0,64 a
ICGV 88262
0,61 a
ICGV 87779
0,53 ab
ICGV 878 15
0,47 bc
ICGV 88274
0,41 abc
GH 119-20
0,27
de
Fleur 11
0,27
de
ICGV 89063
0,25
def
ICGV 87110
0,24
def
ICGV 89112
0,18
def
TCGV 91283
0,17
def
ICGV 87845
0,15
def
ICGV 89065
0,15
def
GC 8-35
0,12
ef
Jll
0,ll
f
73-33
0,ll
f
55-437
0,lO
f
.
ICGV 87084
0,lO
f
Var 27
0,lO
f
MOY.
0,28
C.V. (%)
18,05
Effet variétal
***
C.V. : Coefficient de variation
*** : Effet très hautement significatif.
Les moyennes ayant la même lettre ne sont pas significativement
différentes au seuil 5 % (Test de Newman-Keuls)
ppas : (plus petite amplitude significative) = 0,0879
Les valeurs entre parenthèses ont subi une transformation angulaire
’ Moyenne de 3 répétitions par variété
‘--m-m--
-----
5 6
/
06
/
/
.,
/
,.,’
r /
k”
-
Figure 15 : Contamination artificielle des variétés avec la souche mutante
d’Aspe@Ius flavus
-
Le tableau XIII donne une vue synoptique du classement des variétés selon les diverses
échelles relatives spécifiques à chaque test. Il permet de mieux visualiser les points de
convergence et de divergence entre les tests.
57
Tableau XIII : Classement des variétés par rapport aux paramètres de la contamination suivant diverses échelles relatives
;
Eh
m@Jj&
E --
Echelle
;raines stérilisées
Echelle
Souche
Souche
Echelle
sées en surface
relative
en surface
relative
banale
~
mutante
relative
CGV 87 82 1
CGV 87 779
CGV 88 262
CGV 87 836
iroupe 1 :
CGV 87 836
CGV 87 836
CGV 87 82 1
CGV 87 836
6àlOO%
I$l-0,64
$7,9 à 95,6 %
ensibles
CGV 87 82 1
15 à 94,2 %
CGV 87 82 1
CGV 87 779
CGV 88 262
CGV 88 262
jleur 11
CGV 88 274
:CGV 87 815
55-437
:CGV 87 084
i5-437
iroupe 2 :
X-8-35
3,9 0 4,5 %
.3.8 %
73-33
15,8 %
X-8-3 5
3,10-0,12
Lésistantes
[CGV 89 065
r11
X-8-35
.CGV 88 274
:CGV 91283
:CGV 87 084
:CGV 87 845
111
ICGV 91283
ICGV 87 779
houpe 3 :
Fleur 11
Fleur 11
ICGV 88 274
ICGV 87 815
doyennement
ICGV 91283
[CGV 88 262
28,8 à 64,6 %
48,3 à 65 %
VAR 27
SO,6 à 90,9 % ICGV 88 274
sensibles
ICGV 87 845
GH 119-20
ICGV 89 063
73-33
73-33
ICGV 89 112
GH 119-20
[CGV 87 815
tCGV 87 779
ICGV 89 063
ICGV 89 112
ICGV 89 065
ICGV 89 063
73-33
ICGV 87 845
ICGV 87 815
55-437
ICGV 91283
ICGV 87 110
GC-8-35
Groupe 4
ICGV 87 110
ICGV 89 112
ICGV 87 110
J 11
Moyennement
62,8 à 75,7 % ICGV 89 112 O>U-0,27
11,5 à 14,7 ?/o
Jlî
VAR 27
ICGV 87 084
ICGV 89 063
résistantes
ICGV 87 084
!CGV 89 065
ICGV 87 -10
Gffa*
55-437
ICr,V 87 845
rieur i i
VAR 27
GH 119-20
VAR 27
ICGV 89 065
I
l
I
I
I
I
/
I
1
!
!
!
!
i
!
1
!
r
5s
c) Corrélations entre les tests mis en œuvre
Les coefficients de corrélation entre les tests de contamination artificielle réalisés au moyen
de la souche banale (SB) et de la souche mutante (SM), les tests de contamination naturelle
effectués à partir de graines non stérilisées @ST) et stérilisées (ST) sont indiques dans le
tableau XIV.
Tableau XIV : Corrélations entre les divers paramètres
** Significatif au seuil de 1 %
* * * significatif au seuil de 0.1%
11 ressort de l’analyse que les corrélations entre (SB) et (SM) d’une part (0,649) et (SB) et
@ST) d’autre part (0,557) sont très hautement significatives ; celle entre (SB) et (ST) (0,405)
est hautement significative.
La corrélation entre (NST) et (ST) (0,540) est très hautement significative.
La çorrélation entre (SM) et NST) est très hautement significative et, fait notable, elle
présente la valeur la plus élevée (0,716). Celle entre (SM) et (ST) (0,384) se révèle hautement
significative.
Les droites de régression (Fig. 16) déterminées à partir des valeurs obtenues de ces tests font
apparaître que celle associant (SM) et (NST) accuse la plus forte croissance.
-~
59
(a:
0,80 __. ~ÿ’-~o~~~-o~~ .._. ,_-. _.._ -_..- --._.. --. .___” -.......-. “__._. .x-. ,^..-__..-... ----_1- ..--“-“l-l~- ---... --_- ,-.-. ~
R2 = 0,4213
$8
fi!
a 0,60 -
5
2 0,40 -
*
i 0,20 -
In
?
???? ??
?
? ? ?
20,o
40,o
60,O
80,O
100,o
120,o
Souche banale (%)
- .__ - -.-------.~---
-
-.----
(a) Droite de régression entre la contamination par la souche mutante et la contamination par la souche banale
-
-
120,o - ".
<., _ ,.<_. ~-., _;. _ ., ^_ ^ _ _. _,-.__, _. I,. -< ._~ _- ..;.. __. _l. .I
a\\
.d
100,o
-i
Souche mutante (%)
(b) Droite de régression entre la contamination naturelle des graines non sttiisées et la contamination par la souche mutante
y = 0,9499x - 29,479
R2 = 0,31
??? -
20,o
40,o
?60,O ?
W
80,O
100,o
120,o
Souche banale (%)
(çj Droite de régression entre la contamination naturelle des graines non st&ilis&s et la contamination par la souche banale
Figure 16 : Droites de régression entre divers tests de contamination
60
_ .
<-
60,O
I -
Graines stérïlsées (%)
/ -
(d) : droite de régression entre la contamination naturelle des gralnes non st&~Mées et celles des grames st~sées
(el
q 2(-J ,o _ _ ._ “~~“~~+23276’ ___._ __,,” ._.,.,_ r __,.-_ “^. ,.__,.,<l. .,,.._. .__“. _. . “_ ..-- _.“_” .‘.._.. .--“^--l.._ 1-c “_ -..;..o. _~ ..--...- “...-.:
g: 100,o -
R~=O*I477
?
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? ? ? ?
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+
4
+
???
?
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4
+
,
f 40,o -
4
8 20,o -
? ? ?
?
? ?
? ?
?
? ? ?
?
?
?
?
?
?
?
????
????
0,20
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
Souche mutante m
---.-- --.-------l_l-.
~.
-
-
(e) : Droite de r&gression entre la contamination naturelle des graines sténlïsées et la contamination avec la souche banale
-4
20
40
60,O
80,O
100,0
120,o
Souche banale (%)
(1) : droite de régression entre la contamination des graines non stérilisées et la contamination des graines avec la souche mutante
- Figure 14 : Droites de régression entre les différents tests de contamination.
61
4. Relations entre le niveau de contamination du sol et Ie taux d’infestation
des variétés par A. @vus
L’étude du taux de contamination du sol mis en culture pour chaque variété montre que la
population tellurique des champignons a notablement évolué au cours du cycle végétatif En
effet, la densité de population de la mycoflore aspergillienne apparaît faible au semis et à la
floraison puis se voit quasiment triplée en période de récolte (Tableau XV). Mais le fait le
plus remarquable est qu’à densité de population d’A. j7uv~s équivalentes ou presque, les
vanétés résistantes (55-437) ou moyennement résistante (VAR 27) se retrouvent, après
récolte, moins infestées que les variétés moyennement sensibles ou sensibles (IGCV 87 779,
ICGV 87 815, ICGV 87 836, ICGV 87 845, ICGV 88 262 et ICGV 91283) (Fig 16 ).
Tableau XV : Evolution de la population de spores par g de sol pour différentes dates de
prélèvement allant du semis à la récolte
~OMBRE DE SPORES PAR G DE SOL POUR LES 3 DATES DE PRÉLÈVEMENTS
EN FONCT1ON DES VARIETES
V a r i é t é s
Semis
Floraison
Maturation des gousses
55-437
1805.83
18.75
4827.08
IC~GV87084
50.42
442.92
1097.50
ICGV 87110
608.75
460.00
1389.58
ICGV 87779
884.58
560.00
3912.50
ICGV 87815
417.08
1411.25
5194.17
ICGV 87121
92.08
1255.00
2014.17
ICGV 87836
1325.83
512.08
4176.25
ICGV 87845
934.58
462.92
4060.00
ICGV 88262
192.08
60.00
3436.25
ICGV 88274
1098.25
1813.75
959.17
ICGV 89063
1850.42
537.08
2759.58
ICGV 89065
512.50
935.00
2422.50
IC.GV 89112
1804.17
981.67
3031.67
ICGV 9 1283
86.25
852.50
4483.33
Jll
121.67
1315.42
967.92
GH 119-20
508.75
925.42
67.08
Fleur 11
546.25
965.42
2466.25
GC 8-35
8.33
704.17
1516.25
73-33
1017.50
925.00
1305.00
Var 27
1551.25
1194.58
6572.50
Moyenne
770.73
816.65
2832.94
-
------
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- - - -
62
r
R é c o l t e
-
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Figure 17 : Populations de spores d’AspergiZZusflavus à différentes phases du cycle de la
plante
6 3
5. Teneur en huile et niveaux de contamination des variétés par l’aflatoxine.
La teneur en huile des variétés a été déterminée sur un échantillon moyen de mouture des
graines de chaque variété.
La détermination de la teneur en aflatoxine a été réalisée sur les moutures de graines
déshuilées provenant de l’opération antérieure.
Les résultats relatifs à ces deux paramètres sont consignés dans le tableau XVI
Tableau XVI : Teneurs en huile et aflatoxine Bl
.-
.-
A l’exception de ICGV 87779 (46 %) toutes les autres variétés ont des teneurs en huile
avoisinant 50 %. Fleur 11, 73-33, et GC 8-35 qui sont des variétés vulgarisées ou en voie de
l’être au Sénégal ont des teneurs en huile respectives de 57 %, par rapport aux variétés
introduites de L’ICRISAT.
De toutes les variétés mises en test, seules 5 se sont révélées être contaminées par l’aflatoxine.
55-437 et J 11, connues pour leur résistance à A. flavus ont des teneurs en aflatoxines très
64
faibles (1.03 et 0.18 ppb*). ICGV 87084 variétés dotées d’une résistance variable à A. $kvus
concentre 2.41 ppb d’aflatoxines. ICGV 87779, ICGV 87836 et ICGV 91283 toutes, variétés
sensibles ont des teneurs respectives de 1.03; 3.78 et 0.80 ppb.
Il Faut rappeler que ces variétés ont été cultivées selon les normes recommandées par la
recherche, en matière de prévention de la contamination par l’aflatoxine. Il n’est pas rare que
dans les méthodes cultivées selon des méthodes traditionnelles en milieu paysan, on relève
des teneurs en aflatoxines variant entre plusieurs centaines et plusieurs milliers de ppb. Les
-.
faibles teneurs d’aflatoxine Br enregistrées dans cet essai attestent bien de la possibilité de
produire au Sénégal des arachides dont les niveaux de contamination sont conformes voire
-
miime en-deçà des normes édictées par le marché international.
* ]pb : parties par milliard
---
-
65
DISCUSSION GÉNÉRALE
La résistance des graines des génotypes d’arachide présente un intérêt particulier pour réduire’
l’invasion par A. J2uvu~ et A. purasiticus ainsi que la production subséquente d’aflatoxines
(Mehan V. K. et al. 1983).
<-
Les résultats de ce travail montrent, suivant les différents tests de contamination, que chez
certaines variétés les niveaux de colonisation par les champignons aflatoxinogènes sont
significativement moins élevés que chez d’autres. Cependant les niveaux de colonisation des
graines de tous les génotypes testés sont les plus élevés pour la contamination artificielle avec
la souche banale d’A. $?~VUS (43 % à 100 %). Dans ces conditions, la pression fongique est
tell’ement forte qu’il devient difficile de discriminer les variétés. En effet, il devient relatif
d’af&-mer qu’une variété qui a un niveau de colonisation de 43 % est tolérante. Des travaux
antérieurs (Mehan V. K. et aZ., 1981) ont montré que les résultats obtenus suivant cette
technique ne sont pas toujours corrélés avec la contamination naturelle des génotypes au
champ.
Pour le test de contamination artificielle des graines avec la souche mutante, des essais
preliminaires ont montré que la croissance fongique et la production subséquente d’acide
norsolorinique étaient inhibées chez les graines mûres nouvellement récoltées. Il apparaît qu’à
ce stade de développement les mécanismes de défense (sécrétion de phytoalexines) de la
graine mûre, saine et fraîchement récoltée sont suffrsants pour inhiber la croissance fongique.
-
Des résultats similaires ont été trouvés par Lopez Y. (1994). Dans le test de contamination
artificielle mettant en œuvre la souche mutante des résultats positifs montrant une différence
tres hautement significative entre les variétés (P < l”/& ne sont obtenus qu’après 15 jours de
séchage et de stockage au champ des variétés. Il est fort probable que les taux d’humidité
-
élevés des graines au moment de la récolte aient joué un rôle dans l’absence d’expression du
mutant chez les graines nouvellement récoltées.
Sur les 20 génotypes mis à sécher pendant 15 jours et testés avec la souche mutante, cinq ont
présente des réponses de résistance, il s’agit de :
6 6
a
55-437 (témoin local de résistance locale) ;
a
ICGV 87 084 (introduction de 1’ICRISAT) ;
*
73-33 (variété locale adaptée à la zone de Nioro) ;
?
J 11 (témoin de résistance de I’ICRISAT) ;
??
GC-8-35 (variété locale nouvellement sélectionnée pour le Nord du bassin
arachidier en vue de remplacer la 55-437).
Tous ces génotypes se sont classés moyennement résistants avec le test de contamination des
graines non stérilisées et le test de contamination artificielle par la souche banale. On peut
donc considérer qu’ils gardent pratiquement leurs niveaux de résistance et pourraient donc être
exploités pour minimiser la contamination par les aflatoxines (Tabl XIII).
Trois génotypes se sont révélées sensibles :
.
ICGV 8 7 836
?
ICGV 87 821
.
ICGV 88 262
Ces résultats sont également en bonne concordance avec ceux obtenus avec les tests de
contamination naturelle des graines non stérilisées et stérilisées et le test de contamination
artificielle avec la souche banale.
La variété GH 119-20 connue pour sa sensibilité moyenne à A. flavus selon le test de
contamination naturelle des graines non stérilisées se retrouve, hélàs, parmi les variétés
moyennement résistantes selon les tests de contamination artificielle avec la souche banale et
la souche mutante.
L’intérêt de la souche mutante réside dans son fort pouvoir de discrimination des variétés .
L’$évaluation des génotypes d’arachide pour la résistance à l’infestation (au champ) des graines
préalablement stérilisées en surface peut présenter un intérêt dans la mesure où elle permet de
mettre en évidence la résistance du tégument séminal. En effet avec la désinfection
superficielle, on favorise l’expression de la. contamination systémique laquelle est moins
frkquente que l’invasion directe par le champignon (Diener et &., 1986). Il ressort de ce test
des génotypes dont les niveaux de résistance se sont déjà exprimés dans les autres tests de
contamination : II s’agit de 55-437 et GC-8-35. Cependant, des travaux ont mis en évidence le
-_-----
------y
67
caractère complexe de la désinfection superficielle des graines qui, si elle est très poussée
donne des résultats très faibles. Par contre, si la désinfection superficielle est très légère, les
-
spores qui se trouvent sur le tégument séminal ne sont pas détruits, ce qui peut biaiser les
résultats obtenus.
Par ailleurs, il ne semble pas y avoir une relation directe entre la densité de population
d’A. jkws dans le sol et le niveau de contamination des génotypes. Ce constat renforce
l’hypothèse selon laquelle les différences de comportement des variétés vis-à-vis de la
colonisation par A. jkvus sont probablement d’origine génétique.
En définitive, la bonne corrélation entre les taux de contamination obtenus au moyen du test
du mutant et ceux relevés au moyen du test de contamination naturelle des graines non
stérilisées (r = 0,71) atteste de l’intérêt que pourrait représenter la souche mutante dans le
processus de caractérisation ex-ante du comportement variétal au champ. Toutefois il faut
relever que l’évaluation du degré d’extension de la couleur orange caractéristique de la
presence d’acide norsolorinique dans les graines est une technique qualitative dont les
performances pourraient être améliorées par la mise au point de techniques quantitatives et
fiables de détermination de ce composé.
L’obtention d’une variété tolérante à A. ~ZCXVUS ne présente un intérêt pour le développeur et
l’utilisateur que lorsque ses performances agronomiques et ses caractéristiques technologiques
sont conformes aux “desiderata” des consommateurs et aux normes du marché. A cet égard,
les variétés identifiées comme étant tolérantes ont des rendements en gousses et des poids de
100 g moyennement bons et parmi elles, 73-33 présente les meilleures performances pour ces
caractères.
LE:S teneurs en huile et en aflatoxine des variétés apparaissent également comme des
caractéristiques technologiques essentielles pour l’utilisation en huilerie ainsi que pour la
consommation humaine.
Les variétés riches en huile sont destinées de préférence à l’huilerie ; l’industrie d’arachide
bouche privilégiant celles dotées d’une teneur en huile faible à moyenne. En revanche, la
présence d’aflatoxines constitue un réel handicap même si l’huilerie sénégalaise dispose d’une
installation de détoxication des tourteaux d’arachides ; le coût du traitement étant non
négligeable.
68
Parmi les variétés tolérantes identifiées dans cette étude, 73-33 présente la plus forte teneur en
huile d’où son utilisation massive a cette fin au Sénégal.
-
Les teneurs en aflatoxines des variétés sont relativement faibles ; elles traduisent, en partie le
bon respect des normes de production visant la prévention de la contamination au champ. Ces
résultats indiquent qu’il est effectivement possible d’envisager la relance de la culture de
l’arachide pour l’exportation dès lors que les taux de contamination observés sont parfois
même inférieurs aux normes édictées par le marché international.
-
-
-
.-
6 9
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
La présente étude a permis de contribuer à la mise au point d’une méthode originale de
caractérisation des génotypes d’arachides vis à vis de la contamination par A. jZavw,
champignon générateur d’aflatoxines. Elle prolonge et enrichit les études antérieures dans ce
domaine. L’utilisation combinée de cette méthode avec celle, plus classique, mettant en œuvre
la ruche banale d’A. jZrv~~ permet de se faire une idée plus nette de la sensibilité ou de la
tolkrance du matériel végétal mis en test.
Elle ouvre de réelles perspectives dans l’effort d’identification de variétés tolérantes à
A. jkww, composante essentielle de la stratégie de la prévention contre la pollution des
produits arachidiers. Son utilisation exclusive pour le criblage des variétés singulièrement
dams le domaine de la sélection variétale où le matériel végétal n’est généralement disponible
qu’en faible quantité est envisageable moyennant quelques études complémentaires. Celles-ci
devront notamment viser à substituer la méthode visuelle d’estimation de l’extension de la
couleur orange caractéristique de l’acide norsolorinique par une technique quantitative et
prkcise, basée sur l’extraction et le dosage de l’acide norsolorinique. Elles devront également
-
déterminer la dynamique de synthèse de l’acide norsolorinique en fonction de l’âge du
matériel végétal mis en test car il semble y avoir une variabilité liée à ce paramètre.
Aux fins d’une caractérisation plus complète des variétés vis-à-vis de la colonisation par
-
A. jkzws et de la production d’aflatoxine, il apparaît essentiel, à partir d’un matériel végétal
homogène, d’envisager une étude mettant en œuvre d’une part, le test de contamination
artificielle par une souche banale aflatoxinogène et la détermination de la quantité
d’aflatoxines produites et, d’autre part, le test de contamination artificielle par une souche
mutante et la détermination de la quantité d’acide norsolorinique synthétisée. Le
rapprochement entre ces 2 tests permettrait ainsi d’établir une relation directe entre ces 2
composés et de mieux renseigner sur leur degré d’interchangeabilité.
Les résultats obtenus de ces études devront ensuite être mis en rapport avec les données
obtenues en milieu réel pour tenir compte des interactions génotype x environnement.
En définitive, l’amélioration de la technique d’utilisation de la souche mutante pourrait fournir
un outil d’évaluation précieux aux sélectionneurs désireux d’analyser, dans un délai
.-
70
relativement court et à moindre coût, les niveaux de tolérance des descendances de
croisements vis-à-vis de la contamination par A. $~VUS.
Il r,este h espérer que les résultats obtenus dans cette étude pourront aider à orienter les
trah’aux futurs dans l’effort de recherche de variétés résistantes à A. fiuvus.
-
-
-
----
-..- ._... ._.-
--
E
1-
8
a
.-
-
Annexe 2 : Milieux de culture
iT--ll
Annexe 2a
-
200 g Pomme de terre
1.5 g Dextrose (D. Glucose)
200 g Agar.
Dissoudre dans de l’eau distillée et porter le volume final à 1 1.
Stkiaiser à l’autoclave pendant 20 à 30 mn.
il1
Annexe 2b
- Préparer une solution de sulfate de streptomycine à la concentration de 1 % (P/V) dans de
l’eau distillée stérile.
Peser successivement :
0,5 g de Mg SO4 - 7 Hz0
0,5 g de peptone
0,s g Yeast extract
0,5 g KH-Lpo4
0,s g K2mo4
O,O2 g rose bengale
10,O g Dextrose (D-glucose)
17,O g Agar
Dissoudre l‘ensemble de ces composants dans de l’eau distillée porter le volume final à ‘1 1.
Stériliser à l’autoclave pendant 20 à 30 mn.
MB
- : Lu solution de streptomycine est ajoutée à raison de 3
-
Mlitre de milieu après
autioclavage.
Annexe 3 : Détermination du niveau d’infestation d’un SOI par A. j2hw
-
-.
Determination du niveau d’infestation d’un sol par AqmgilZusJlavus
-
-
Préparer un échantillon de 10 g de sol finement moulu et préalablement tamisé (4 des
mailles)
-
Introduire l’échantillon dans un tube à essai contenant 25 ml d’une solution d’eau
distillée et de Tween 80 à 0,05 % ‘/v (0,5 ml de Tween dans 1 litre d’eau distillée).
-
-
Homogénéiser la suspension ainsi obtenue (suspension-mère) par agitation au moyen
d’un agitateur Vortex.
.
Porter le volume de la suspension à 50 ml par ajout de la même solution.
-
Homogénéiser à nouveau la suspension par agitation, prélever 5 ml (de la suspension-
mère) et les transférer dans un deuxième tube à essai contenant 25 ml de solution eau-
Tween. Compléter le volume à 50 ml à l’aide de la même solution. (Dilution l/lO”).
-
Procéder de la même manière pour la préparation des dilutions l/lOO” et I/l 000”.
- Prélever, à partir de chaque tube, après homogénéisation du mélange, 1 ml de
suspension et l’introduire dans une boîte de Pétri contenant le milieu Agar-Rose
bengale. Ce transfert doit se faire à côté d’un bec bunsen ou sous hotte en vue d’éviter
-
la contamination du milieu par les spores aériennes. Après fermeture de la boîte,
remuer doucement celle-ci par un léger mouvement giratoire pour obtenir un
--
étalement uniforme de la suspension dans la boîte.
-
Après une semaine d’incubation, dénombrer les colonies de A. faavus dans chaque
boîte.
_-
-
Le calcul du nombre de colonies d’A , flavus par gramme de sol s’effectue ainsi qu’il
suit pour chaque dilution.
-
- Suspension-mère :
Nombre de colonies par gramme de sol =
A.10’
2
.---- -.-- II-
mi.-@
Dilution l/lO”
3
i-.
Nombre de colonies par gramme de sol =
x.102
2
- Dilution 11100”
Nombre de colonies par gramme de sol =
Y. 103
2
- Dilution l/iOOO”
Nombre de colonies par gramme de sol =
z.104
2
,-
Nombre de spores par gramme de sol =
_ A.10’ +X.102 + Y.PO3 +Z.104
_
2
A, X, Y, Z représentent le nombre de colonies d’A. .J%WUY dénombrkes pour les dilutions
correspondantes.
Annexe 4 : Humidité des graines à la récolte des plants
HUMIDITÉ %
JAR
-
i5-437
34,4
CGV 87084
3 8
CGV 87110
35,7
:CGV 87779
38,8
CGV 878 15
34
:CGV 87821
38,l
[CGV 87836
38,8
[CGV 87845
45,l
[CGV 88262
37,7
[CGV 88274
32,4
[CGV 89063
33,4
ICGV89065
43,7
ICGV 89112
42,2
ICGV 89283
43,3
Jll
41,6
,-
GH 119-20
31,3
Fleur 11
35,2
GC8-35
32,9
73 - 33
- 29,9
- -
c . .
Moyenne
3 5 , 3 2
-
- -
.-
__..
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a-
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MINISTERE DE L’EDUCATION NATIONALE
ECOLE NATIONALE SUPERIEURE D’AGRICULTURE
DEPARTEMENT PRODUCTIONS VEGETALES
UTILISATION D’UNE SOUCHE MUTANTE
l%WR L’IDENTIFICATION DE VARIETES
D’-&:&CmDE TOLERANTES A ASPERGILLUS
FI;A @&ET A LA PRODUCTION D’.AFLATOXLNES
MEMOIRE PRESENTE POUR L’OBTENTION DU DIPLOME
D’INGENIEUR AGRONOME
Par
Fatimata Doucouré
Smkialisation : PRODUCTIONS VEGETALES
Soutenu le 21 Janvier 1999 devant le jury
- M Moussa FALL
Directeur de 1 ‘ENSA et Président du jury
- M Alioune. COL Y
Directeur des Etudes de I’ENSA
- M Saliou NDIA YE
Chef du Département Productions Vbgétales, ENSA
- M Saliou CISS
Phytopathologiste à la DPV- DAKAR
- MS papa Ibra SMB
Maître de Conférences, Département Biologie Végétale
Université Cheikh Anta Diop de Dakar
- M. Amadou BA
Chercheur, Coordonnateur du Réseau Arachide de la
CORAF - ISRAXNRA-Bambq
SOMMAIRE
i
L
Résumé ............................................................................................
Dédicaces .........................................................................................
ii
. . .
Remerciements ...................................................................................
1 1 1
Liste des figures .................................................................................
iV
Liste des tableaux ................................................................................
V
Liste des photos .................................................................................
vi
Liste des annexes.................................................................................
vii
INTRODUCTION. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . _ . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
1
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
1. DESCRIPTION DE LA PLANTE .........................................................
4
1. Généralités ..............................................................................
4
2. Morphologie............................................................................
4
3. Mode de reproduction .................................................................
6
H. PLACE DE L’ARACHIDE DANS L’ECONOMIE SENEGALAISE .............
9
1. Importance de la culture ...............................................................
9
2. Contraintes à la production............................................................
10
3. Les points vulnérables de la filière ....................................................
12
HI. GENERALITES SUR LES AFLATOXINES ..........................................
15
1. Toxicité des aflatoxines .................................................................
16
2. Les champignons aflatoxinogènes.....................................................
18
2-l.
Morphologie et biologie. ................................................
19
L
2-2.
Conditions de toxinogénèse. ...........................................
2 1
3. Méthodes de lutte.......................................................................
2 2
3- 1. Prévention de la contamination au champ................................
2 2
3.1.1. Techniques culturales ..............................................
23
3.1.2. La résistance génétique ...........................................
2 4
3 -2. Méthodes curatives. ........................................................
2 6
3.2.1. Méthodes physiques...................................................
2 6
a) Le tri .................................................................
2 6
b) Le Traitement thermique ..........................................
2 7
3.2.1. Méthodes chimiques.................................................
2 8
3.2.3. La lutte intégrée ......................................................
3 0
PARTIE EXPERIMENTALE
1. PRÉSENTATION DE L’ESSAI.. . . . . . . . . . . . . . . . , . . . . . . , . . . . . . . . . . _. . . . . . . . . . . . . . . . . . _ . . . . . . .
32
P. Objectifs de l’essai ........................................................................
3 2
2. Conduite de l’expérimentation.......................... ................................ 32
II. MATÉRIEL ET MÉTHODES.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33
.-
1. Matériel..................................................................................
33
l-l. Matériel végétal ..............................................................
33
l-2. Matériel biologique. .........................................................
3 4
l-3. Matériel de laboratoire ......................................................
35
2. Méthodes.................................................................................
35
2.1. Dispositif expérimental......................................................
35
2.2. Détermination du taux de contamination naturelle des
graines par A.flavus .........................................................
3 5
2.3. Détermination du taux de contamination artificielle des graines par
une souche banale C?A. ji’ms ...............................................
3 7
2.4. Détermination de la sensibilité des graines à l’infestation par une
souche mutante d’A. flavus ................................................
37
2.5. Détermination de l’humidité des graines à la récolte ....................
3 9
2.6. Détermination du niveau de contamination du sol par A. .flms ......
3 9
2.7. Détermination de la teneur en huile des génotypes .....................
3 9
2.8. Détermination de la teneur en atlatoxine des génotypes ............... 40
2.9. Analyse des données. .......................................................
40
HI. RESULTATS EXPERIMENTAUX .,.................. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .41
1. Conditions environnementales......................................................
41
a) Parasitisme, ...............................................................
4 1
b) Pluviométrie ...............................................................
41
c) Humidité relative ...........................................................
41
d) Température ................................................................
41
2. Performances agronomiques : rendement en gousses et
poids de 100 graines ............................... .,.................................. 4 4
a) Rendement en gousses ....................................................
4 4
b) Poids de 100 graines......................................................
4 6
Y
3. Comportement des variétés vis-à-vis de la contamination par
A. jkvus/ A. parasiticus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . ..~............ 4 7
a) Contamination naturelle des arachides.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
4 7
b) Contamination artificielle des graines par A. jkmus.. . . . . . . . . . . . . 5 1
c) Corrélations entre les tests mis en œuvre.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
5 8
4. Relations entre le niveau de contamination du sol et le taux
variétés par A. jhms . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .._..............................61
5. Teneur en huile et niveaux de contamination des variétés par l’aflatoxine., . .
63
DISCIJSSION GÉNÉRALE. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6 5
CONCLUSION ET PERSPECTIVES.. . . . . . . . . . . . . . . , . .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6 9
BIBLIOGRAPHIE
. .
. _
.w_,
<-
--
Réswné
4
L‘es produits arachidiers occupent une place importante dans E’economie sénégalaise. Cependant la
présence d’ajlatoxines obère considérablement leur utilisation tant en alimentation humaine et
animale yu ‘à 1 ‘échelon industriel.
La recherche de variétés tolérantes représente la voie la plus séduisante pour réduire la
contamination par E’aJlatoxine ; mais les méthodes classiques d’évaluation de la tolérance des variétés
vis-à-vis &A. jlavus au laboratoire fournissent des résultats souvent contradictoires avec ceux de la
contamination naturelle au champ.
Dans cette étude, une souche mutante d2. fkxvus productrice d’acide norsolorinique a été utilisée
pour caractériser lu réaction des variétés vis-a-vis dlA. flavus. L’utilisation combinée de cette méthode
avec d’crutres techniques d’évaluation du comportement variétal vis-a-vis d’A. flavus permet d’obtenir
des résultats encore plus jables.
Cependant pour une utilisation exclusive de cette technique à cettejn, ilfaudra substituer l’estimation
visuelle de l’extension de la couleur orange caractéristique de Ilacide norsolorinique par la
détermination quantitative de ce composé.
Il ne fait aucun doute que l’amélioration de la technique d’utilisation du mutant dX jlavus pourra
fournir aux sélectionneurs, un outil$able et rapide pour discriminer les descendances de croisements.
Mots-clés : Arachide - Aspergillus jkvus - Souche mutante - Contamination naturelle -
Contamination art$cielle -- acide norsolorinique - Méthodes de lutte - Résistance génétique -
AJlatoxine
Abstract
d
Peanut products are highly ranhed in Senegalese economy. But the presence of aflatoxins limits their
use for human consumption. animal feed and in industry.
Resistant varieties have been proven as the most reliable control method However the available
laboratoty techniques to evaluate genotype reaction ojen give contradictory results to those ofjeld
infestation.
Ln this study, a norsolorinic acid producing mutant of A. ~2avus has been used to caracterize varieties
reaction to A. @vus. The combined use of this method and other technics to evaluate varieties against
A. jkvus gave more reliable results. However using exclusively this method would necessitate
quantitative determination of norsolorinic acid content of artificially infested plant parts instead of a
visual evaluation of contaminated kernels.
The improvement and utilization of the A, fktvus mutant form technic would constitute a fast and
reliable methodfor breeders to discriminate individuals in segregating generations for the presence of
ajlatoxins.
Kev words : Peanut - Aspergïllus fkvus - Mutant strain -- Natural contamination - Arti@ial
contamination -- Norsolorinic acid --- Control methods - Genetic resistance - A.$?atoxin
ii
DEDICACES
A toi Yaye Mou Ndaw (Rokhaya Doucouré), je n’oublierai jamais les nuits que nous avons
passées ensemble, toi, Waldé et moi-même. Repose en paix.
A mes très chers parents, Boubacar Doucouré et Nafissa Kounta pour le sacrifice toujours
consenti pour notre éducation. Que Dieu vous accorde longue vie.
A la petite Dieynaba, mon amie et à tous les autres membres de ma famille pour m’avoir
toujours soutenu.
“..
A Cheikh Cissé (Mahamat), tes conseils m’ont été précieux.
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. . .
111
Au terme de ce travail, je remercie Dieu le Tout Puissant de m’avoir donné force et santé pour
l’accomplir.
I’I a été réalisé au laboratoire d’aflatoxine du Centre National de la Recherche Agronomique
(CNRA), à Bambey.
Que Monsieur Amadou BA, Chercheur et Coordonnateur du Réseau Arachide de la Conférence
des Responsables de Recherche Agronomique en Afrique de l’Ouest et du Centre (CORAF) trouve
ici, l’expression de ma profonde gratitude pour l’encadrement rapproché, les conseils et les
encouragements qui m’ont permis de réaliser ce travail.
Je remercie Monsieur Moussa Fall, Directeur de I’ENSA pour la qualité de l’enseignement qui m’a
eté généreusement dispensé; à travers lui mes remerciements s’adressent à l’ensemble du corps
professoral et au personnel Administratif et Technique.
Mes remerciements vont également à :
Monsieur Dogo Se&, chef du CNRA de m’avoir accueilli au sein de cette structure et de m’avoir
fourni un appui constant. Merci pour tout.
Madame Danièle Clavel, chercheur CIRAD/ISRA pour le soutien et la disponibilité dont elle a su
faire preuve à mon égard. A travers elle, je remercie tout le personnel sympatique du Laboratoire
ARASEC.
Monsieur Saliou Ndiaye, Chef du Département Productions Végétales, pour ses conseils
méticuleux.
Messieurs Pape Ibra Samb, Alioune Coly et Saliou Ciss pour l’honneur qu’ils nous font de siéger
dans ce jury.
Je suis heureuse de remercier tout particulièrement Madame Sokhena Sow Tall, MM Ngor Diagne
et Ousseynou Ciss qui n’ont eu de cesse de m’aider à réaliser ce travail ainsi que Ciré Elimane Sa11
pour l’assistance portée dans l’analyse statistique des résultats.
Que Sophie Faye, ma ScEur et amie qui a toujours su m’entourer de sa gentillesse et de sa
compréhension trouve ici, l’expression de ma sincère reconnaissance.
J’exprime également ma reconnaissance à Abdoulaye Faye Sarr et à sa famille pour la disponibilité
dont ils ont su faire preuve à mon égard.
.9 mes promotionnaires, ainsi qu’à tous les élèves ingénieurs de 1’ENSA pour les années passées
ensemble. Sincères amitiés.
Je ne saurai enfin oublier tous mes amis ainsi que le personnel du CNRA pour la sympathie qu’ils
m’ont témoignée. Qu’ils en soient tous remerciés.
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--
---
LISTES DES FIGURES
Figure 1
Types de ramification chez l’arachide
Figure 2
Plant d’arachide
Figure 3
Carte variétale de l’arachide
Figure 4
Morphologie d’un Aspergillus
Figure 5
Cycle de développement de AspergiZZus spp
Figure 6
Schéma de détoxication de l’aflatoxine B 1 par traitement à l’ammoniac
Figure 7
Répartition de la pluviométrie décadaire (Nioro)
Figure 8
Evolution de l’humidité relative décadaire (Nioro)
Figure 9
Evolution de la température décadaire (Nioro)
Figure 10
Rendement en gousses (kg/ha) des variétés
Figure Il
Poids de 100 graines (g) des variétés
Figure 12
Contamination naturelle des variétés au champ (graines non stérilisées)
Figure 13
Contamination naturelle des variétés au champ (graines préalablement
stérilisées en surface)
Figure 14
Contamination artificielle des variétés avec la souche banale d’A. jhvus
Figure 15
contamination artificielle des variétés avec la souche d’A. flawrs
Figure 16
Droites de régression entre divers tests de contamination
Figure 17
Populations de spores d’Aspergillus flavus dans le sol à différentes
phases du cycle de la plante
V
LISTES DES TABLEAUX
Tableau 1 :
Teneur en acides gras de l’arachide et recommandations de la FAO.
Tableau II :
Formules brutes des aflatoxines Bi, Bz, GI, Gz, Ml.
Tableau III :
Manifestations pathologiques causées par la consommation de denrées
contaminées par l’aflatoxine Br.
Tableau IV :
Caractéristiques
essentielles des 2 champignons producteurs
d’aflatoxines, Aspergilh~~uvus et A. parasiticus
Tableau V :
Excrétion d’aflatoxines &g/lOOg) en fonction de la température sur
graines inoculées par une suspension de spores d’A_ flavus
Tableau VI :
Teneurs maximales en aflatoxines autorisées par le règlement
CE n01525/98 dans les arachides
Tableau VII :
Liste de variétés mises en test.
Tableau VIII :
Rendements en gousses (kg/ha), et poids de 100 graines (g)
des génotypes.
Tableau IX :
Taux de contamination naturelle (au champ) des graines non stérilisées
en surface.
Tableau X :
Taux de contamination naturelle (au champ) des graines stérilisées
en surface.
Tableau XI :
Taux de contamination artificielle des graines par A. J%VUS
Tableau Xl1 :
Contamination artificielle des graines avec la souche mutante.
Tableau XIII :
Classement des variétés par rapport aux paramètres de la contamination
suivant diverses échelles relatives
Tableau XIV :
Corrélations entre les divers paramètres
Tableau XV :
Evolution de la population de spores par g de sol pour différentes dates
de prélèvement allant du semis à la récolte
Tableau XVI :
Teneurs en huile et aflatoxine B 1
LISTE DES PHOTOS
Photo 1 : Aspergillusflavus, Souche banale
Photo 2 : Aspergil~usflavus, Souche mutante
Photo 3 : Coloration orange caractéristique de l’acide norsolorinique
Photo 4 : Graines d’arachide colonisées par A. J%VUS, souche banale
Photo 5 : Grtines d’arachide contaminées par A. flavus
--
--
vii
LISTE DES ANNEXES
Annexe 1
Plan de l’essai Nioro
Annexe 2
Milieux de culture
Annexe 3 :
Détermination du niveau de contamination du sol par A. flavus
Annexe 4
Humidité des graines à la récolte
INTRODUCTION
L’arachide (Arachis hypogaea L.), légumineuse originaire d’Amérique du Sud est l’un des
oléagineux les plus cultivés dans le monde. Sa production donne lieu à une intense activité de
transformation industrielle pour la fabrication d’huile destinée à la consommation et de
tourteau utilisé en tant qu’aliment de bétail. L’arachide est également une culture vivrière et, à
ce titre, elle intervient pour une large part dans la couverture des besoins alimentaires des
populations. Ses fanes constituent un excellent fourrage pour le bétail.
Au Sénégal, l’arachide occupe une place de choix sur l’échiquier des productions agricoles. Sa
production est estimée à 588,18 1 tonnes durant la campagne 1996-1997, (EKEAO, 1997). De
par les devises que procure sa vente sur les marchés extérieurs, l’arachide représente une
1
importante source de revenus et d’emplois pour les producteurs ruraux et les acteurs de la
filière. Cependant, l’une des contraintes à son utilisation tant en alimentation humaine que
pour le bétail tient à la présence fréquente d’aflatoxines dans les graines.
C”est en 1960 que s’est posée, pour la première fois en Angleterre, la problématique de la
présence des aflatoxines dans les aliments de bétail. Depuis cette époque, cette question ne
cesse de préoccuper aussi bien les pays importateurs que les pays producteurs d’arachides
Les aflatoxines constituent les mycotoxines les plus toxiques connues à ce jour. Ce sont des
métabolites secondaires produits par des souches toxinogènes de champignons s’inscrivant à
deux espèces : Aspergillw jkms et A. parasiticus. Un rôle certain a été attribué en
expérimentation animale à ces aflatoxines dans la formation des lésions hépatiques pouvant
aller jusqu’à la cancérisation du foie chez les animaux nourris à base de produits les incluant.
De fortes présomptions pèsent, d’ailleurs, sur le rôle de ces substances dans l’étiologie du
cancer primitif du foie chez les populations des zones tropicales.
En conséquence, la présence de ces mycotoxines, même en quantités infimes, dans les
aliments destinés à l’homme ou au bétail introduit un risque grave pour leur santé. Ce fait
rev& une importance particulière lorsqu’on sait que les agents générateurs de ces toxines sont
des saprophytes prkents dans presque tous les types de sols et que les conditions de
température, d’humidité relative et la teneur en eau des produits agricoles au moment de la
récolte en milieu tropical sont de nature à favoriser leur prolifération massive. Cela se traduit
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chez l’arachide soit par une contamination pré-récolte des gousses et graines, singulièrement
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lorsqu’une sécheresse sévit en fin de cycle, soit par une contamination post-récolte lors du
séchage et de la conservation des produits.
Les génotypes d’arachide présentent une sensibilité différente à l’infestation par A. $‘aws et
A. pmasiticus et à la production subséquente d’aflatoxines. Les tentatives de classification de
ces génotypes sur la base de leurs comportements vis-à-vis de ces champignons tendent à
prouver que l’échelle de résistance établie au champ par détermination de la contamination
naturelle n’est pas toujours corrélée avec les résultats de tests de contamination artificielle
menés au laboratoire.
Aussi pour rendre plus effkiente la lutte contre l’aflatoxine par voie génétique, il importe
d’identifier des critères fiables de caractérisation du comportement du matériel végétal face à
la. colonisation par les champignons aflatoxinogènes et à la production subséquente
d’aflatoxines. Cette étape constitue un préalable essentiel à l’élaboration de schémas de
selection pertinents.
Le but de ce travail est de mettre au point une méthode simple de caractérisation fiable du
comportement de divers génotypes vis à vis de la contamination par l’aflatoxine Br. Cette
méthode se fonde sur une technique d’infestation artificielle mettant en œuvre une souche
mutante d’A. faavus productrice d’acide norsolorinique, précurseur de l’aflatoxine. Le but
recherche ici est d’analyser les relations possibles entre d’une part l’extension du pigment
1
orange symptomatique de la présence d’acide norsolorinique dans les graines et, d’autre part
les taux de contamination naturelle des génotypes par A. $&~VUS et leurs teneurs en aflatoxine
Br et d’apprécier, en conséquence, l’intérêt de cette technique pour une caractérisation ex-ante
du comportement des variétés ou lignées d’arachide eu égard à A. Jaws.
Ce document comprend deux parties :
-
La première partie, bibliographique, présente les données générales sur la plante, sa
morphologie et son mode de reproduction ; situe la place de l’arachide dans l’économie
sénégalaise ; analyse les problèmes posés par la présence des aflatoxines dans les produits
et derivés et passe en revue les méthodes de lutte mises en œuvre à diverses échelles.
- La seconde partie, analytique, décrit les expérimentations menées en vue d’une
caractérisation du comportement de 20 variétés d’arachide vis-à-vis de la contamination
1 1 *
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par .A. jlavus. Cette caractérisation est réalisée au moyen de tests de contamination
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,naturelle et de tests de contamination artificielle mettant en œuvre une souche banale et
une souche mutante du champignon aflatoxinogène. Des corrélations sont calculées entre
ces divers tests en vue de mieux préciser les relations qu’ils entretiennent. Les
performances agronomiques et les caractéristiques technologiques des diverses variétés
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sont également déterminées car elles constituent, en plus du comportement vis-à-vis de
‘4. JGVU~, des critères déterminants dans l’option de vulgarisation.
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1.
DESCRIPTION DE LA PLANTE.
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1. Généralités
Le genre Aruchis appartient à la Famille des Légumineuses, à la Sous-famille des
Papilionacées, à la Tribu des Hédysurées et, selon A. Chevalier, à la sous-tribu des
Arachidinées (Gil1ier.P. et Silvestre.P., 1969). Le genre Arachis comporte plusieurs espèces
dont la seule cultivée est Arachis hypugaea, décrite par Linné en 1763. De nombreux autres
auteurs l’ont étudié aux points de vue botanique et morphologique.
L’arachide cultivée est une plante annuelle herbacée à fructification souterraine. Originaire
des régions tropicales d’Amérique du Sud, elle a été introduite dans la plupart des pays
tropicaux à partir du XVI” siècle (Pattee H. E. et Thomas S. H., 1995). La plante est
extrêmement plastique ; les températures optimales pour son développement se situent entre
20’ et 35OC ; mais sa croissance est inhibée en-deçà de 10’ et au-delà 45°C. La température
m
agit en fait sur la durée du cycle qui peut varier de 85 jours pour les variétés hâtives en climat
tropical à 180 jours dans les régions froides (Bockelee-Morvan A., 1988).
2. Morphologie
Sa tige primaire, toujours dressée, est le plus souvent ramifiée dès la base. Selon les variétés,
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les rameaux sont “rampants”, largement étalés sur le sol ou “érigés” jusqu’à une hauteur de 60
centimètres environ. Le port de la plante représente un des critères essentiels du système de
classification de l’arachide en sous-espèces (Pehaut. Y., 1979). C’est ainsi que Bunting (cité
par Gil1ier.P. et Silvestre.P., 1969) distingue deux groupes au sein de l’espèce selon que la
-.
ramification est séquentielle ou alternée (Fig. 1).
Dans le type séquentiel, les inflorescences apparaissent à plusieurs nœuds successifs des
ramifications et, en général, les rameaux végétatifs ne se forment plus lorsqu’apparaissent les
rameaux reproducteurs. Aussi, les arachides de ce type présentent-elles un axe central, quatre
à six ramifications d’ordre n+l, rarement plus, et très peu de rameaux d’ordre supérieur. Ces
arachides toujours érigées sont généralement peu ramifiées et de cycle court (80 à 100 jours>.
C’est le groupe des Valencia et Spanish.
Dans le type alterné, les ramifications d’ordre n + 1 sont également au nombre de quatre à six,
mais. quelqu&ois en nombre plus important. Elles donnent successivement deux rameaux
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5
végétatifs et deux rameaux reproducteurs. Les rameaux suivants atteignent un ordre élevé et
reproduisent tous la même alternance. Les arachides de ce type peuvent être rampantes ou
érigées ; dans ce dernier cas, leur port est différent de celui du type séquentiel du fait d’une
ramifkation plus abondante qui leur donne une allure buissonnante, C’est le groupe des
Virginia, caractérisé par un cycle plus long (120 à 150 jours) (Gillier. P. et Silvestre .P.,
1969).
n+2
Ramification alternée
Ramification séquentielle
Figure 1 : Types de ramification chez l’arachide : Source : Pattee N.E. ad Stalker H. T., 1995
Le pivot du système racinaire peut s’enfoncer jusqu’à plus d’un mètre de la surface du sol. .Il
présente des formations ligneuses contrairement à la partie aérienne. Les nodules à croissance
indéterminée (Brudjvhizobium),
caractéristiques des légumineuses, apparaissent à l’aisselle
des racines latérales une quinzaine de jours après la levée et se rencontrent surtout dans les 15
premiers centimètres du sol. La tige prolonge le pivot au-delà du collet.
Les rameaux portent des feuilles alternées à deux paires de folioles opposées, de couleur vert-
foncée chez les variétés tardives et, en général, verte plus claire, pour les variétés hâtives. Les
feuilles se forment à chaque nœud de la tige. Elles jouent un rôle de première importance dans
la photosynthèse et s’étiolent lorsqu’elles sont placées dans une obscurité prolongée.
Les inflorescences, très compactes, se situent à l’aisselle des feuilles et comportent 3 à 4 fleurs
entourées de bractées. Les fleurs sessiles sont généralement jaunes, parfois oranges. Elles se
composent d’un calice à 5 sépales soudés en un tube calical portant une corolle papilionacée
.
typique. Les 8 étamines, dont 4 (courtes) ont une anthère sphérique et 4 (longues) une anthère
à déhiscence longitudinale, composent l’androcée. En plus de ces 8 étamines, il existe 2 filets
soudes, ne possédant pas d’anthère ; le plus souvent l’un est plus grand que l’autre. Le pistil
comprend un seul ovaire renfermant 2 à 5 ovules et un seul style très long terminé par un
St&igmate renfle surplombant les anthères.
Du fait de l’enterrement de la base des rameaux cotylédonnaires, les fleurs produites à ce
niveau sont souterraines. Les fleurs qui apparaissent sur le reste de la plante sont aériennes
(Cattan P., 1996).
La date d’apparition des premières fleurs varie selon les variétés et les conditions
agroclimatiques de culture. Dans les régions tropicales, les variétés hâtives qui appartiennent
généralement aux groupes Spanish et Valencia peuvent fleurir dès le 20” jour après le semis ;
alors que les variétés tardives du groupe Virginia ne fleurissent qu’à partir du 25” jour. Dans
les regions tempérées ou d’altitude, la période du semis à la floraison s’allonge pour atteindre
une cinquantaine de jours. En conditions favorables, comme en Afrique de l’Ouest, le nombre
I
de fleurs émises est maximal entre le 40” et le 60” jour après semis, puis il décroît lentement
sans s’annuler (Clavel. D. et Gautreau. J., 1997).
3. Mode de reproduction
L’autogamie est le mode normal de reproduction de cette plante à fleurs cléistogames. mais le
taux: d’allogamie de l’arachide n’est pas pour autant nul et peut varier entre 0.2 et 6.6 % selon
les types botaniques, les variétés, les localités et les insectes pollinisateurs présents. Apres
. .
fécondation, la base de l’ovaire s’allonge à travers les pièces florales pour donner naissance à
un prolongement à structure de tige, le gynophore, qui pointe vers le sol et contient les ovules
fécondées à son extrémité. Le gynophore s’enterre verticalement tandis que la gousse en
formation prend une position horizontale entre 2 et 7 centimètres sous la surface du sol.
Une plante émet entre 400 et 1000 fleurs (Spanish : 600 à 700 fleurs, Virginia jusqu’à 1000
. . .
fleurs) dont 10 à 20 % donneront des gousses qui, cependant, ne parviendront pas toutes à
maturité ; seules les premières gousses formées, correspondant à la floraison “utile”, pourront
7
s’enterrer et mûrir (Schilling R., 1996). Les variétés qui donnent les rendements les plus
éleves, sont celles qui produisent le plus de fleurs durant les premières phases de la floraison.
Les gousses contiennent 1 à 5 graines selon les types botaniques. Leurs caractéristiques ainsi
que celles des graines : réseau, forme, taille, couleur, constituent des critères importants de
classification variétale (Ramanatha Rao V. et Murty U.R., 1994). Les graines dormantes
(Virginia) ou non (Spanish, Valencia) sont recouvertes d’un tégument séminal ou cuticule, de
couleur rose ou saumon ou rouge foncée, rarement blanche, marbrée ou violette, prenant une
teinte plus foncée en vieillissant. Elles se composent de deux cotylédons et d’un embryon dont
I’axe est droit. Cet embryon est une proplantule avec un épicotyle à 3 bourgeons contenant les
ébauches des 6 à 8 premières feuilles et une radicule robuste.
La figure 2 reprend la morphologie globale de la plante.
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Figure 2 : Plant d’arachide : ,!fbur~e .- Fattee N E. andStalker H. T., 1995
n.
---
-
II. PLACE DE L’ARACHIDE DANS L’ECONOMIE SENEGALAISE
1. Importance de la culture
Le succès de la culture de l’arachide tient principalement à sa capacité de fixation de l’azote
atmosphérique qui lui permet d’assurer un rendement même modéré sur des sols pauvres et
avec un minimum d’interventions. Sa rusticité lui permet de s’adapter à des climats
relativement secs et le développement souterrain de ses fruits la rend moins vulnérable que les
céréales aux attaques extérieures (Annerose D., 1990).
Du point de vue alimentaire, l’arachide est un protéagineux possédant une valeur énergétique
et nutritionnelle importante qui lui permet de jouer un rôle essentiel dans l’alimentation des
populations productrices et également un rôle industriel, donc économique majeur au niveau
nat,ional, par son débouché sur le marché agro-alimentaire international (Khalfaoui. J. L.,
1988). Selon Schilling. R. (1996), la teneur de l’huile d’arachide en certains acides gras est très
proche des recommandations actuelles de la FAO (Tabl. 1).
Tableau I : Teneur en acides gras de l’arachide et recommandations de la FAO.
.-
Acides gras
Recommandations
Huile d’arachide
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Acides gras saturés
25 %
2 1 % (Palmitique)
Acides gras mono-insaturés
50 %
58 % (Oléique)
Acides gras poly-insaturés
25 %
2 1 % (linoléique)
S’owce : FAOhOIL World (1996).
Le rapport linoléiqueloléique peut toutefois varier dans de plus grandes limites, en fonction de
divers facteurs, notamment la variété (Gillier. P. et Silvestre. ‘P., 1969).
L’arachide occupe 50 % des superficies cultivées et, tient de ce fait, une place importante dans
l’économie agricole du Sénégal. La production nationale avoisinait un million de tonnes (,base
coques) au lendemain de l’indépendance. Progressivement, elle a connu une croissance
vertigineuse (1.400.000 tonnes en 1975) puis un déclin progressif à partir des années 80. De
nos jours, elle se situe entre 500.000 et 700.000 tonnes (Freud. C. et al, 1997). Cette baisse
résulte de la conjugaison de multiples facteurs.
1 0
2. Contraintes à la production
L’une des contraintes majeures de la culture de l’arachide au Sénégal réside dans l’instabilité
climatique qui se traduit par l’occurrence fréquente de cycles de sécheresse à partir des
années 70. Ce phénomène, associé à la dégradation progressive de la fertilité des sols,
explique dans une large mesure, la faible productivité des cultures et la mauvaise qualité
sanitaire des produits. Il s’y ajoute d’autres facteurs liés, pour l’essentiel, aux fluctuations des
cours mondiaux des oléagineux, à l’insuffisance du capital semencier aggravé par la qualité
douteuse des réserves personnelles de semences et au désengagement de l’état des circuits
d’approvisionnement en intrants (semences, engrais et matériel d’équipement). Il est bon de
rappeler, à ce propos, que l’arachide bénéficiait de la part de 1’Etat d’un important programme
de soutien matérialisé par la mise en place d’un système de crédit à l’équipement et aux
intrants : c’est le programme agricole. La parfaite intégration dont avait bénéficié sa filière,
depuis la fourniture d’intrants jusqu’à la valorisation et commercialisation des produits avait
fait du Sénégal, l’un des plus grands producteurs en Afrique de l’Ouest, après le Nigeria et le
Soudan.
Mais face à l’endettement croissant du monde rural du fait de la baisse des productions
conskutive aux sécheresses récurrentes, ce programme fut supprimé en 1980. En 1984-85, la
Nouvelle Politique agricole fut mise en place consacrant ainsi le désengagement de 1’Etat de
ses missions traditiomelles d’encadrement du monde rural et le transfert au secteur privé des
fonctions de gestion de sa filière. Cette politique fut renforcée par des politiques dIAjustement
Structure1 (PASI, PASII) et par le Programme d’Ajustement du Secteur Agricole (PASA) dont
les objectifs visaient entre autres, l’accroissement de la productivité par le biais de
l’intensification des cultures. Cependant, des enquêtes réalisées en 1996-97 indiquent que
l’engrais n’était plus apporté directement à la culture de l’arachide depuis l’avènement de la
NPA.
De nos jours, la filière arachidière donne des signes d’essoufflement. Il en résulte une
péjoration du cadre global de la production et de l’exploitation industrielle de ce produit.
Ainsi, la part de l’arachide dans les exportations sénégalaises ne représente plus que 10 % en
1995 ; alors qu’elle en constituait 50 % en 1975, année de production-record. L’outil industriel
dont la capacité de trituration est estimée à 900.000 tonnes se trouve ainsi sous-utilisé en
1 1
raison de la modicité des quantités d’arachide collectées (200.000 - 250.000 tonneslan) (Freud
C. et& 1997).
Parallèlement, on assiste à un développement important de la filière de transformation
artisanale de l’arachide. Celle-ci conduit à l’obtention d’une huile très prisée en milieu rural et
d’u.n tourteau utilisé aussi bien en alimentation humaine que par le bétail. Ces produits font
l’objet d’un important commerce au détail dans les marchés ruraux. Cependant les exigences
de rentabilité de cette activité, largement pratiquée par les femmes, font que seuls les lots de
graines de qualité moyenne à mauvaise peuvent y être destinés ; les bonnes graines étant
réservées à la vente en l’état ou utilisées comme semences. Ce phénomène qui prend de plus
en plus d’ampleur en milieu rural pose un problème de santé publique dans la mesure où la
matiere première mise en œuvre ainsi que les produits qui en dérivent sont suspectés de
contamination par A. jkvus et de pollution par l’aflatoxine (Gaye M., 1997 ; Routière A. et
a/., 1997).
Et pourtant, la dévaluation intervenue en 1994 semblaient donner de nouvelles opportunités à
la relance de la production arachidière. C’est ainsi que les exportations de produits arachidiers
qui s’élevaient à 9,3 milliards en 1992 ; 8,7 milliards en 1993 avaient atteint 30 milliards en
1994. C’est dire que la production et l’exportation industrielle de l’arachide bénéficient encore
de reels atouts sur les marchés extérieurs.
La production d’arachide de bouche, jadis développée en culture pluviale, présente aujourd’hui
de reelles perspectives de relance en tant que culture de diversifïcation dans la région du
fleuve. Sa culture sous irrigation est de plus en plus maîtrisée offrant ainsi de nouvelles
opportunités de production de semences de haute qualité et d’arachide de bouche et de
confiserie (Dimanche P., 1997).
Compte tenu de la place potentielle de l’arachide dans l’économie agricole sénégalaise, de
nouvelles mesures ont été mises en œuvre en vue de la relance de sa culture. Cependant celle-
ci ne pourra porter ses fruits qu’à la condition que des avancées significatives soient
enregistrées dans certains secteurs-clefs de la filière.
1 2
3. Les points vulnérables de la filière
Le raccourcissement de la saison pluvieuse en zone Nord et l’apparition fréquente de poches
de skcheresse au centre et au sud du Sénégal posent le problème fondamental de l’adaptation
des variétés actuellement vulgarisées. D’importantes recherches ont été menées au Sénégal en
vue de la création de variétés précoces. Elles ont abouti à la création de GM-35 (85 jours) et
Ffeur 11 (90 jours). La mise en culture de ces variétés, en plus de la variété de cycle court
traditionnellement cultivée (55-437 : 90 jours), contribue à élargir la gamme de choix des
producteurs et constitue même une alternative à l’utilisation de la variété 55-437,
singulièrement dans les zones à pluviométrie déficitaire (Fig. 3).
D’autres travaux de recherche visant la mise au point de variétés physiologiquement adaptées
à des sécheresses sévissant en cours de cycle ont fourni des résultats prometteurs ; les
premières générations issues des croisements étant en phase de tests multilocaux (Clavel D.,
1998)
La recherche de variétés de plus en plus adaptées aux conditions changeantes du milieu et
présentant de bonnes performances agronomiques constitue donc un préalable essentiel à
l’am~élioration durable de la production arachidière au Sénégal.
La. problématique de la qualité hygiénique et sanitaire de l’arachide a pendant longtemps
constitué un point d’achoppement à la transformation industrielle et à la valorisation
alimentaire des produits arachidiers. Et si, au niveau industriel, la SONACOS a réussi à
mettre au point un procédé effkace de détoxication du tourteau d’arachide contaminé par
l’aflatoxine, la présence de cette toxine dans les denrées de consommation courante (arachide
de bouche et de confiserie, farine d’arachide entrant dans la composition d’aliments composés)
se pose encore avec acuité et obère considérablement les perspectives de commercialisation
de l’arachide de bouche sur les marchés extérieurs régis par une réglementation relativement
sévère en la matière. Il importe, par conséquent, qu’un effort soutenu soit consenti en vue de
la rksolution de cette contrainte ; faute de quoi l’économie sénégalaise ne pourra pas tirer le
meilleur parti des opportunités qu’offre l’arachide de bouche, produit à haute valeur ajoutée. 11
s’y ajoute les implications de la consommation des denrées contaminées par les aflatoxines sur
la santé des populations.
Enfin, il faut rappeler qu’après l’arrêt du programme agricole en 1980, la production
arachidière est réalisée en grande partie à partir des semences issues de l’écrémage des graines
13
destinées à l’huilerie. L’hétérogénéité de ce matériel et sa faible valeur semencière ont vite fait:
de convaincre les décideurs de la nécessité de définir une politique semencière plus réaliste.
>-
De nos jours, l’on s’accorde à reconnaître que la politique de relance de la culture de
l’arachide n’aura de chance de réussir qu’à la condition de mettre à la disposition des
producteurs, des semences de bonne qualité et en quantités suffisantes. La production et le
renouvellement de ces semences doivent obéir à des schémas de multiplication rigoureux en
- -
vue d’une bonne préservation de leurs potentiels génétiques intrinsèques.
La mise en œuvre de ces mesures dans un nouveau cadre institutionnel marqué par la création
du Comité National Inter-professionnel de 1’Arachide (CNIA) devrait permettre de réaliser des
progrès significatifs dans l’effort de relance de la culture arachidière.
Ce comité regroupe l’ensemble des acteurs de la filière arachide qui, avec le désengagement
de Etat, ont désormais la charge de conduire la destinée de ce produit.
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28206
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im 64101
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Figure 3. Carte variétale de l’arachide 1996
Laboratoire d’Afl&oxine - ISRA-CNRA - Centre Nhmal de la Recherche Agronomique- B.P. 53
__ ____ -
-_. .---. -
- - - - - - - - - ----_- 4 (221) 973 60 5O/SI/S4 - Fau (221) 973 60 52 -E-mail Jkrac~a@t&com~lus.sn
:
-C&=A : 0120 212
15
III. GENERALITES SUR LES AFLATOXINES
Les aflatoxines sont des mycotoxines excrétées par des champignons appartenant au genre
AspergiZZus. Les deux principales espèces productrices de ces toxines sont Aspergilhsflavus,
Link ex Fries et AspergiZZmparasits - Speare.
Le problème des aflatoxines fût posé pour la première fois au Royaume Uni, en 1960, suite à
une hétacombe observée dans un élevage de dindes dont la ration alimentaire incluait de
l’arachide en provenance du Brésil. Des recherches ultérieures ont montré que cette
pathologie, alors appelée “maladie X des dindes” (Blount W.P., 1961) était causée par d’es
toxines produites par AspergiZZusJlavus (SargeantK. et al, 1961) d’où le nom qui en dérive
(Aflatoxines : Afla = A. flavus, toxines = toxines).
Les aflatoxines constituent une grande famille de composés de structures chimiques voisines
(Tabl. II). On en dénombre une vingtaine à ce jour ; mais l’attention est généralement portée
sur les aflatoxines Bl, B2, Gr, GZ et Mr car ce sont elles que l’on retrouve le plus fréquemment
dans les denrées de consommation courante et qui, par conséquent, font l’objet d’une
régl‘ementation stricte dont la sévérité constitue un obstacle majeur à l’effort d’utilisation
alimentaire et de commercialisation des produits arachidiers sur les marchés internationaux
(Swindale L. D., 1987).
Tableau II : Formules brutes des aflatoxines Br, Bz, GI, Gz, MI.
Source : OiMs, 1979
.-
1 6
Les autres molécules d’aflatoxines sont, pour la plupart, des dérivés de transformation par les
animaux ou les bactéries de celles ci-avant mentionnées. Parmi toutes les aflatoxines,
l’aflatoxine Bl est la plus importante, parce que la plus fréquemment rencontrée et la plus
toxïque.
Les aflatoxines du groupe B se distinguent de celles du groupe G par au moins trois
caractéristiques essentielles : (i) la couleur de leurs spots sous lumière ultraviolette (365 nm),
-_
(ii) leurs distances de migration sur plaque chromatographique dans un système solvant donné
et, enfin, (iii) la conformation de leurs molécules (Keenan J. I et Savage G. P., 1994)
- Les aflatoxines B ont une couleur bleue, une distance de migration plus
courte et le dernier noyau de leurs molécules est un cyclopentenone
- Les aflatoxines G présentent une couleur verte ; leur distance de migration
est supérieure à celles des aflatoxines B et leur dernier noyau est un
hétérocycle incluant une fonction lactone.
Les aflatoxines du groupe 1 (Br, Gr, Mr) ont la particularité de posséder un groupement
bifuranique comportant une double liaison 2-3 vinyl-ether sur le premier noyau
cyclopentanique. Cette double liaison est le site d’interactions spécifiques avec certains
constituants cellulaires. Elle peut, en particulier, être epoxydée par des mono-oxygénases
miorosomiques pour former 1’Aflatoxine Br2, 3 epoxyde, métabolite très actif, susceptible
d”interférer dans le métabolisme de I’ARN et de I’ADN et de conférer ainsi à cette toxine un
pouvoir à la fois cancérogène et mutagène (Frayssimet. C, 1982).
Les aflatoxines du groupe 2 (Bz, Gz, Mz) se caractérisent par l’absence de la double liaison sur
le noyau bifuranique.
1. Toxicité des aflatoxines
Les aflatoxines, singulièrement l’aflatoxine Br, se classent parmi les substances cancérogènes
les plus puissantes connues à ce jour. Cependant, la sensibilité à ces composés varie selon
l’espèce, l’âge et l’état nutritionnel.
Parmi les animaux, la truite et les volailles s’avèrent être les plus sensibles avec des DL50
inférieures à 1 mgkg (Frayssinet. C., 1982; Pier A. C.,1986). De même, les monogastriques
17
,-
dont on sait que la DL50 est comprise entre 1 et 10 mg/kg sont réputés être plus sensibles que
les polygastriques qui, eux, ont la possibilité d’induire des modifications moléculaires grâce à
leur flore bactérienne, ôtant ainsi à ces substances tout leur potentiel initial de toxicité. Les
vaches laitières transforment dans leurs mamelles, l’aflatoxine B1 en aflatoxine Ml tout aussï
toxique. On parle alors de “toxicité de relais”.
La toxjcité des aflatoxines se manifeste chez les animaux par une symptomatologie
relativement variée : phénomènes nécrotiques et hémorragiques chez les oiseaux,
proliférations cellulaires au niveau des canalicules biliaires, augmentation du volume des
hémacies, hémorragies intestinales chez les mammifères. (Pohland A. C. et Wood G. E.,
1987).
Chez l’homme, des études épidémiologiques conduites en Afrique, en Asie et aux Etats-Unis
ont montré que l’ingestion d’aflatoxïnes a une incidence certaine sur l’étiologie du cancer du
foie. Cet effet cancérogène a été mis en évidence chez des espèces animales soumises à des
expé.rimentations de longue durée. De plus, les études réalisées par Clifford J. 1. et al. (1967)
chez le rat et par Zucherman A. J. et aZ. (1967) sur les cellules de foie humain en culture ont
montré que les aflatoxines sont des inhibiteurs de synthèse extrêmement actifs. En fait, elles
induisent le blocage de la synthèse de I’AEKN, de I’ADN et des protéines.
L’jingestion de doses d’aflatoxïnes relativement importantes provoque une intoxication aiguë.
L’ingestion de faibles doses sur une période relativement longue induit une intoxication
chronique.
L’aflatoxine n’est pas une toxine spécifique à l’arachide, même si celle-ci en constitue le
substrat de prédilection. On la retrouve, entre autres, sur le riz, le manioc, le maïs
(Pohland A. C. et Wood G. E., 1987). Le tableau III récapitule les cas d’aflatoxïcoses aiguës et
sub-aiguës ainsi que leurs manifestations pathologiques observées dans certains pays.
-- ---
18
Tableau III : Manifestations pathologiques causées par la consommation de denrées
contaminées par l’aflatoxine Br.
--
Aliment
Nombre de
Manifestations
Pays
cas étudiés
- -
Taiuran
hépatite, 3 décès
Ouganda
manioc
hépatite, 3 décès
hépatite chez 3 indiv.
Inde
2 0
arachide
puis cirrhose
Plusieurs
hépatite, plus de 100
Inde
maïs
0,25 - 15
centaines
décès
Source : Conservation et stockage des grains et graines et produits dérivés (Tome Il) 1982
D’une manière générale, les sujets jeunes sont plus sensibles à ces toxines que les sujets
âgés; un état nutritionnel peu satisfaisant constitue un terrain favorable à l’expression des
effets délétères de ces toxines (Lafont. P. et Lafont. J., 1982)
2. Les champignons aflatoxinogénes
On connaît actuellement deux champignons capables de produire des aflatoxines : A. $kvw
et A, purasiticus. Ces champignons appartiennent à la Classe des Deuteromycètes ou “Fungi
Imperfecti”, à l’ordre des Hyphales et au Genre AspergilZus. Au sein de ce genre, on
denombre une vingtaine d’espèces dont les plus courantes en dehors de celles précitées sont :
A. rriger, A. candidus, A. fumigatus, A. nidulans, AI ochraceus, A. terreus, A. versicolor
(Richard-Molard. D., 1982)
Aspergillus jbvus et A. parasiticus sont des champignons saprophytes. A l’inverse des
champignons parasites, ils ne sont pas capables de bien se développer sur des tissus de plantes
d’arachide en état de fonctionnement végétatif normal. En revanche, leur croissance se déroule
normalement sur des organes morts ou sur des tissus en quiescence, sans activité métabolique
importante. Toutefois, ces champignons peuvent parfois se comporter en parasites facultatifs
(Pettit R. E., 1990). En effet des cas de parasitisme ont été signalés lorsqu’ils envahissent les
111
---11--w
__-.. -
-
19
plants d’arachide directement ou lorsqu’ils attaquent des tissus rendus sensibles par le stress
environnemental (déficit en eau; attaques d’insectes, de nématodes....). L’exemple le plus
connu est 1”‘aflaroot” dont les symptômes se manifestent d’abord par des tâches sur les
cotylédons, suivies du développement d’une moisissure vert-jaune. Il s’ensuit une pourriture
rapide des plantules, 4 à 8 jours après germination de la graine. Si l’attaque est plus tardive, on
observe une pourriture sèche des feuilles cotylédonnaires, mais celle-ci n’entrave pas le
développement ultérieur de la plante. Le champignon reste alors localisé à l’état latent dans les
cotylédons jusqu’à complète disparition de ceux-ci. Toutefois, le développement racinaire s’en
trouve quelque peu affecté. Les plantes ainsi attaquées présentent un nanisme accusé, mais
peuvent parfois se rétablir rapidement si les conditions deviennent favorables (Subrahmayam.
P. et a& 1992).
2-l.
Morphologie et biologie.
Les moisissures du genre A~ergillus sont des organismes pluricellulaires dont l’appareil
vegetatif, le thalle, est formé d’un long filament ramifié et souvent cloisonné, appelé hyphe.
En début de croissance, l’ensemble des hyphes constitue un mycélium visible à l’œil nu. Celui-
ci se présente comme une sorte de feutrage à la surface des graines colonisées. Ces
champignons ne sont pas dotés d’une capacité photosynthétique. La structure filamenteuse du
thalle le rend particulièrement apte à coloniser les substrats solides. En raison de leur ubiquité
et de leurs possibilités d’adaptation physiologique à diverses conditions écologiques, ces
moisissures sont des organismes très redoutables sur les grains et graines, notamment au cours
du stockage.
AspergilIusJlavus et A. parasiticus se reproduisent par voie végétative en formant des spores
(conidies) qui prennent naissance au niveau des hyphes spécialisés appelés conidiophores
dont la longueur varie entre 300 et 500 prn (Milddleton k. J. et al., 1994). Une vésicule prend
naissance à la terminaison de chaque conidiophore. Sur cette vésicule apparaissent des
cellules conidiogènes, les phialides au niveau desquelles se différencient les conidies qui, à
maturité, se présentent en longues chaînes de couleur jaune-verdâtre, dans J’axe des phialides
(Pettit R. E., 1990) (Fig 4).
Ces deux champignons producteurs d’aflatoxines se différencient par leurs caractères
morphologiques et par la nature de leurs métabolites (Tabl. IV).
20
Lég;ende
:
C : conidies
Cp : Conidiophore
My : Mycélium
Figure 4 : Morphologie d’un Aspergillus
Source : RichurdM. D., 1982.
Tableau IV: Caractéristiques essentielles des 2 champignons producteurs d’aflatoxines,
Aspergilhsflavus
et A. parasiticus
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E&wt&risti~ues
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A.JkNS
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A. parasMm
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i Le plus souvent unisériée,
Structure du conidiophore
i Régulierement bisériée
1 parfois mixte
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; De presque lisse a
Conidie
I Nettement verruqueuse
I Iégerement rugueuse
i
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..” “. ...
Couleur de la colonie
1 jaune-Verdâtre
: vert foncé
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!
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I Irrégulière, présence de
’
Surface de la colonie
[ compacte, veloutée
_,,.,,,,
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._...-__.. f l-l...-...” .._.” .-...-........ “” ._...” ...__.” ..-..... -...-.” “- ...” “-... ,.
[ AFBl + AFB2 et acide
: AFBl + AFB2 +AFGl -I-
Mtabolites
i cyclopiazonique
1 MG2
[ (protéolytique)
/ (lipolytique)
Source : Diener U. L. , 1986.
Protégées par une paroi cellulaire résistante et disposant de substances nutritives de réserve
accumulées au moment de la conidiogénèse, les spores constituent, dans une certaine mesure,
une forme de conservation du champignon lui permettant, en conditions adverses (sécheresse,
températures sub-optimales) de survivre au mycélium qui lui a donné naissance. Lorsque les
conditions environnementales deviennent extrêmes, ces champignons produisent des
sclerotes, formes de survivance encore plus durables (Diener U. L et David N. D, 1986).
2 1
Un thalle peut produire une dizaine de millions de spores sur une graine. Lorsque les
conditions hygrothermiques sont favorables, la spore produit un premier filament mycélien
qui, en se ramifiant au fur et à mesure, donne naissance à une colonie présentant un amas
mycelien de forme circulaire à partir duquel se différencient progressivement les
conidiophores et les conidies de la nouvelle génération.
En conditions optimales, ce cycle s’accomplit en 48 heures ; mais en règle générale, il s’étale
sur 5 à 10 jours (Richard M. D., 1982) (Fig. 5).
Figure 5 : Cycle de développement de AspergiZhm spp.
Source : Richard M D., 1982
2-2.
Conditions de toxinogénèse
La présence d’A. Jlavzcs et A. ~~Wkzs dans les denrées végétales n’induit pas forcément la
production d’aflatoxines. La synthèse de celles-ci est fonction des conditions
environnementales (température et humidité relative), de la nature du substrat, du stade de
développement des champignons et de leur aptitude à produire ou non des aflatoxines. Ainsi,
si ces champignons sont capables de se développer à des températures comprises entre 10 et
45T (Diener U. L et David N. D, 1986), la synthèse des aflatoxines, elle, n’intervient qu’à des
températures situées entre 20 et 35°C ; lorsque l’humidité relative est comprise entre 80 et
ml-
.-----
r
2 2
-.
85%. Ces conditions atmosphériques sont très fréquemment rencontrées en Afrique tropicale
sèche ou humide, singulièrement en période de récolte. Dès lors, l’on comprend aisément que
les produits végétaux, notamment l’arachide, constituent dans ces zones, les substrats de
predilection des champignons aflatoxinogènes, surtout au moment de la récolte, lorsque les
-.
gousses renferment 30 à 35% d’eau.
De plus, la température conditionne le niveau de toxicité (Tabl V) : plus elle est élevée, plus la
proportion d’aflatoxines hautement toxiques excrétée (aflatoxines Br, GI) est grande.
- ”
Tableau V: Excrétion d’aflatoxines ($g/l OOg) en fonction de la température sur des
graines inoculées par une suspension de spores d’A. flavus
Température
Aflatoxine
Afktoxine
Aflatoxine
I
A&itOXiIX?S
d’incubation
Bl
GI
WGI
%+Ch
20 “C
4 6 0
4.000
0.11
4.460
3 0 “C
5750
10.000
0.57
15.750
Source : Diener U. L et David N. D, 1986
La libération des toxines n’intervient généralement qu’au terme du développement du
ch.ampignon, ce qui nécessite au moins trois jours, en conditions optimales.
3. Méthodes de lutte
La lutte contre la contamination de l’arachide par l’aflatoxine a fait appel à diverses méthodes
dont. l’intérêt spécifique et I’applicabilité se sont avérés variables.
3-l.
Prévention de Ia contamination au champ
La aontamination de l’arachide est un processus qui commence au champ dès lors que l’agent
..
causal (4. Jlavus) est un champignon présent dans presque tous les types de sol rencontrés en
Afrique.
:P
-.
2 3
--
3-1-1. Techniques culturales
Les mesures préventives visant à minimiser le risque d’infestation des arachides au champ ont
concerné plus particulièrement l’arachide de bouche, produit à haute valeur ajoutée dont la
qualité est déterminante pour l’exportation sur les marchés extérieurs. Ces mesures s’insèrent
dans un paquet technologique cohérent et s’appliquent à diverses phases de conduite de la
culture :
a’
Au moment du semis, il est indiqué d’utiliser des semences de bonne qualité,
préalablement soumises à un traitement fongicide et insecticide pour les prémunir
contre les attaques d’insectes et d’arthropodes d’une part et des microorganismes du sol
responsables des maladies à la levée (fonte des semis), d’autre part (Pettit R. E. et ul,
1994.);
N
La culture de variétés dont le cycle coïncide avec la durée de la saison pluvieuse
permet d’éluder le risque de stress hydrique et thermique en fin de cycle ; les
-_
sécheresses de fin de cycle ayant généralement pour effet d’accroître le risque de
contamination de l’arachide avant récolte (Mehan V. K. et al, 1984).
*
Le déficit hydrique du sol entraîne une baisse de l’absorption du calcium et d’autres
-.
éléments minéraux dont les plantes ont besoin pour maintenir leur vigueur et assurer
leur croissance. En conséquence, les pratiques culturales favorisant le maintien de
l’humidité dans le sol sont vivement recommandées : une technique relativement
simple consiste, par exemple, à effectuer un sarclage et à entasser les mauvaises
herbes entre les lignes de semis en vue de limiter le phénomène de l’évaporation de
l’eau. Une autre technique tout aussi efficace de conservation de l’eau dans le sol
consiste à effectuer le “radou” qui par rupture de la capillarité limite la remontée de
l’eau en surface (Bâ A., 1990).
Au cours du développement végétatif des plantes, on observe dans certaines régions,
des attaques d’iules (myriapodes diplopodes). Les perforations pratiquées sur les
gousses par ces “mille-pattes” favorisent l’invasion massive de celles-ci par les
champignons aflatoxinogènes. L’application de techniques de lutte éprouvées contre
.-
ces iules (appâts empoisonnés) permet de limiter considérablement ces dégâts.
__
L’élimination des pieds flétris, niches de contamination par A. Jlavus permet de limiter
la prolifération des spores au sein de la culture.
2 4
* La réalisation de la récolte au moment opportun (et pas trois semaines après en
pensant donner ainsi aux dernières générations de gousses, une chance supplémentaire
de parvenir à maturité) et l’application de techniques visant à raccourcir au maximum
la phase critique de séchage de la graine dont l’humidité doit être ramenée de 40 % à la
récolte à moins de 9 % après séchage, permettent d’obtenir un bon rendement en
arachide de bonne qualité, y compris sur le plan sanitaire (Rouzière A., 1996).
a
Une précaution supplémentaire consiste à empêcher la réactivation des champignons
aflatoxinogènes en cas de pluies tardives survenant lorsque les plantes récoltées sont
mises en andains ou en meules. Elle consiste à ouvrir immédiatement les meules et à
remettre les plants en andains, gousses au soleil, pour ramener aussi rapidement que
possible l’humidité de celles-ci à un niveau incompatible avec le développement de ces
champignons (Ba A., 1983).
o
Une solution élégante mais chère pour résoudre à la fois le problème de la récolte et
du séchage consiste à recourir à la technique de l’égoussage en vert. Les gousses sont
séparées des plantes soit à la main, soit au moyen de petites machines puis mises à
sécher rapidement au soleil, en couche mince. 11 convient de noter que I’égoussage en
vert constitue une excellente technique pour garantir l’intégrité de la coque et des
-_
graines ; le battage manuel favorisant leur cassure et leur invasion subséquente par
A. ji’uvus.
3-l-2. La résistance génétique
De nombreux espoirs ont été placés dans l’amélioration génétique en tant que moyen de venir
à bout de la contamination de l’arachide par A. Jlavus et de sa pollution par l’aflatoxine. En
effet, la recherche de génotypes faiblement infestés par le champignon a représenté la
stratégie longtemps privilégiée par les sélectionneurs pour enrayer le risque de contamination
par I’aflatoxine. Ainsi divers paramètres physiques (Porter D. M., 1986 ; Mixon A. C., 1980 ;
Pettit R. E. et al, 1976) : résistance mécanique différentielle de la coque des génotypes faisant
intervenir le rapport sclerenchyme/plectenchyme, épaisseur du tégument séminal des graines,
présence ou non d’une couche cireuse sur la surface des graines ou biochimiques (Szerszen J.
B. et Pettit R. E., 1992 ; Mixon A. C., 1980) : composition en acides aminés, teneur en tannins
et en polyphénols du tégument;
ou physico-chimiques : perméabilité tégumentaire des
graines appréciée par mesure de la conductivité ionique des eaux de trempage des graines or&
été évalués pour servir d’indicateurs de sélection de variétés tolérantes à A. j7avus (Ba A., et
25
aZ, 1986) j; mais ils se sont avérés inconsistants parce que n’ayant pas permis d’opérer une
classification hiérarchique des variétés eu égard à leurs comportements en cas d’infestation
par A.jlavus.
D’autres travaux de sélection ont tenté de mettre à profit les résultats de tests de criblage
fondés sur la résistance à la colonisation par A. jlavus de graines réhydratées et
artificiellement infestées par une suspension de spores du champignon aflatoxinogène (Mehan
-.
V. K. et aZ., 1989). Me Donald et ctl. (1981) ont démontré que certaines variétés présentaient
une résistance variétale significative à l’invasion par A. Jlavts des graines mures,
réhumidifiées et stockées. Cependant les génotypes sélectionnés suivant cette méthode ont
montré au champ une résistance relativement insuffisante
En définitive, les travaux réalisés sur la sensibilité de différents cultivars à la contamination
_^
par les aflatoxines semblent indiquer qu’en réalité il n’existe pas chez l’arachide une réelle
résistance à l’infestation par A. spp ; mais plutôt différents niveaux de sensibilité.
Presentement, on dispose de variétés connues pour leurs bons niveaux de tolérance à A. j%wus
au laboratoire et, dans une certaine mesure, au champ : il s’agit de 55437 (Sénégal), Jll
(ICRJSAT), PI 337 394 F et PI 337 409 (USA) (Pettit R. E. et aZ.,1976; Waliyar F. et al.,
1994,; Mixon A. C. et Roger K. M., 1973).
Des recherches récentes en cours aux Etats-Unis, en Grande Bretagne font entrevoir de
nouvelles perspectives de progrès dans la voie de la résistance génétique. En effet, elles ont
permis d’émettre l’hypothèse selon laquelle des plantes d’arachide contaminées par
A. ~7~s auraient la possibilité de produire des substances antifongiques (phytoalexines) leur
permettant ainsi de se défendre contre l’infestation par le champignon et la contamination par
l’aflatoxine (Mohanty. B. et al., 1991; Strange R.N. et Subba Rao P.V., 1994). D’autres
travaux mettent à profit l’aptitude de souches mutantes obtenues par irradiation aux rayons
ultraviolets de souches banales dX $%~US, à produire un précurseur coloré de l’aflatoxine :
l’acide norsolorinique (Bennett J.W., 1978) pour tenter de mettre au point une méthode de
criblage fiable des génotypes d’arachide ; la présence et l’extension de ce pigment à la surface
ou & l’intérieur des cotylédons traduisant l’aptitude du matériel végétal à être infesté par
A.. ~ZUVZ.O et à supporter la production d’aflatoxine (Lopez. Y.,1994). Des travaux antérieurs
utili.sant ces souches mutantes pour le criblage du maïs pour la tolérance à I’infestation par
A. j!m.s (Keller N.P. et al, 1994) ont permis d’aboutir à des résultats satisfaisants.
-_
26
Selon Clavel D. et Ba A. (1998), il existe probablement une relation entre la contamination
naturelle des variétés d’arachides par A. fkawrs et leur ratio WL (acide oléique/acide
linoléique). Ce ratio pourrait présenter un intérêt en tant qu’indicateur de la tolérance variétale
de l’arachide à A.Javus en pré-récolte.
3-2.
Méthodes curatives
Elles font généralement appel à des procédés physiques, chimiques ou physico-chimiques et
consistent dans l’élimination de la toxine par écart des lots contaminés, ou par extraction au
moyen de solvants, ou par destruction “in situ”.
3-2-l. Méthodes physiques
a) Le tri
Il est exclusivement mis en œuvre pour améliorer la qualité de l’arachide de bouche en graines
ou en coques :
-
Le tri manuel consiste à éliminer à la main les graines ou gousses présentant des
défauts de présentation décelables à l’œil nu ;
-.
-
Lu méthode de Dickens consiste en un examen au stéréomicroscope des arachides
tout venant livrées par les cultivateurs et permet d’éliminer les graines endommagées,
les graines cassées, les coques vides et de déceler la présence d’A. Jlaylcs à condition
d’opérer dans des conditions rigoureuses d’échantillonnage. Cette méthode qui
entraîne le rejet de 70 % des lots, lors de très mauvaises récoltes, n’a pas eu
d’application pratique.
- Le tri au décorticage consiste en un procédé de décorticage pneumatique à deux
niveaux de pression, conçu pour séparer les graines très polluées de celles dont le
niveau de contamination est acceptable. Dans une première phase de mise sous
pression, la perméabilité des coques permet l’égalisation des pressions de part et
d’autre de la gousse. Puis, lors de la brusque détente ultérieure, seules les coques
saines sont brisées, alors que les coques trouées restent en l’état et peuvent par
conséquent être éliminées. Cette méthode qui conduit également à l’élimination d’une
---------
27
fraction importante des graines n’a, à ce jour, pas trouvé d’application pratique,
probablement en raison de l’investissement en matériel coûteux qu’elle requiert.
- Le tri après décorticage exploite le principe de trieurs mécaniques comme le
séparateur zig-zag. Il repose sur la différence de densité des graines polluées,
généralement plus légères qui sont aspirées par un courant d’air ascendant à travers
un séparateur à chicanes. Plusieurs recyclages sont nécessaires. L’efficacité de la
séparation qui doit tenir compte de différences très faibles de densité apparente
conduit à l’élimination d’une fraction importante des graines, rendant ainsi peu
pratique ce procédé.
- Le 2ri électronique est basé sur la fluorescence émise par les graines contaminées
-.
lorsqu’elles sont observées en lumière ultraviolette. Le procédé testé au Sénégal est
diffkile à mettre en œuvre : il nécessite des réglages différents d’une récolte à l’autre
et conduit à des écarts de triage importants surtout lorsque les lots sont constitués
d’un mélange de variétés différentes. Il ne semble pas permettre l’élimination des
graines dont la contamination est inférieure à 200 ppb d’aflatoxine (Viroben G.,
1982)
Devant l’efficience douteuse et la faible rentabilité économique de la plupart des méthodes de
tri du fait des rejets importants qu’elles entraînent, d’autres voies visant à éliminer la toxine au
sein des produits contaminés par dénaturation ou extraction de celle-ci ont été envisagées.
b) Le traitement thermique
L’aflatoxine B 1 résiste à des températures supérieures à 100°C sans subir une modification de
sa structure moléculaire. Aussi, les essais de détoxication basés uniquement sur un traitement
thermique se sont-ils révélés inefficaces. Toutefois certaines expériences menées sur du
tourteau de coton contenant 15 à 20 % d’eau et soumis à un traitement thermique à 100°C
pendant 2h ont abouti à un taux de destruction de la toxine de l‘ordre de 80 % mais la qualité
du produit s’en est ressentie car il s’en est suivi une dénaturation des protéines (Mann G.E. et
al’., 1967). En conséquence le traitement thermique, à lui seul, ne constitue pas une méthode
efficace de lutte contre l’aflatoxine.
2 8
Selon Kane A. (1995), l’utilisation du rayonnement solaire constitue une voie possible
d’élimination de l’aflatoxine de l’huile artisanale, mais il reste à s’assurer de l’irréversibilité de
la réaction de modification de la molécule toxique.
3-2-2. Méthodes chimiques
Compte tenu de la solubilité des aflatoxines dans les solvants, son extraction au moyen de
ceux-ci a été proposée comme moyen de décontamination. C’est ainsi que l’acétone acqueuse,
le methanol, les mélanges azéotropiques “acétone-hexane-eau” ou “isopropanol-eau” ont fait
l’objet de nombreux essais (Dollar, 1969 cité par Viroben G., 1982) qui se sont avérés
concluants.
Par ailleurs, il a été démontré que l’addition d’eau favorise l’extraction comparativement à
l’utilisation exclusive des solvants.
La détoxication au moyen de solvants paraît à priori séduisante car elle présente peu de
risques de formation d’autres produits ayant des effets physiologiquement néfastes.
L’extraction peut être faite et le solvant, récupéré sans danger majeur de dénaturation des
proteines. Mais la mise en œuvre de cette technique nécessite une installation spéciale. De
plus, certains solvants (l’acétone par exemple) laissent souvent subsister dans le produit une
odeur préjudiciable à son acceptabilité en alimentation animale.
L’utilisation effkiente de solvants à des f2ns de détoxication doit nécessairement satisfaire à
un certain nombre de préalables qui peuvent se résumer comme suit :
- Inactiver les aflatoxines par destruction ou transformation de celles-ci en
métabolites dont la toxicité est reconnue comme négligeable ;
-
Ne pas laisser subsister de résidus dus au traitement et qui seraient toxiques ou
incompatibles avec la santé de l’animal ;
-
Préserver au mieux la valeur nutritionnelle du tourteau ;
- Etre facile à mettre en œuvre et d’un prix de revient compatible avec celui des
autres matières premières concurrentes.
L’utilisation d’acides, d‘anhydrides et d‘agents oxydants ne permet pas de réaliser une
détoxication suffisante. Les aldéhydes, à l’exception du formol (Codifier L. P. Jr. et al., 1976)
1*
----
*
i- ,
+-T7
Figure 2 : Plant d’arachide : Soztrce : Pattce N. E. and Stalker H. T, 1995
29
-.
sont d’un prix de revient trop élevé malgré leur efficacité. En revanche, les agents alcalins
apparaissent comme étant les réactifs les plus intéressants : chaux, carbonate de soude, soude
et surtout les bases volatiles : ammoniac, méthylamine.
L’ammoniac a suscité beaucoup d’intérêt en tant qu’agent alcalin de détoxifkation des
-
tourteaux d’arachide contaminés par les aflatoxines (Ba A. et al., 1982) en raison de son état
gazeux et donc de son pouvoir de diffusion rapide dans le produit à traiter. Un schéma type a
été proposé (Goldblatt L. A, 1977) concernant le mode d’action de l’ammoniac sur l’aflatoxine
(Fig. 6).
L’ammoniac bénéficie d’un préjugé favorable compte tenu de son action sur certains produits
cellulosiques (pailles, balles de riz) utilisés dans l’alimentation des ruminants. Contrairement
aux agents alcalins liquides, il ne nécessite pas de neutralisation préjudiciable à l’équilibre en
-.
minéraux du produit fini, l’ammoniac en excès pouvant être facilement éliminé (Ba A., 1983).
A la SONACOS (Société Nationale de Commercialisation des Oléagineux du Sénégal), où
une unité de détoxification des tourteaux d’arachide d’une capacité de production d’environ
-_.
6 tormes/heure a été mise en place, une solution astucieuse a été trouvée. Il s’agit d’associer
l’action de l’ammoniac et du formol sous pression réduite, dans un procédé “voie humide” où
-.
les tourteaux sont réhumidifiés avec 10 % d’eau. L’ammoniac est ajusté à la quantité
nécessaire à la détoxification, ce qui évite les grandes difficultés technologiques posées par la
récupération du réactif en excès.
11.
“-m-1
u-s-.
y *
3 0
Figure 6 : Schéma de détoxication de l’aflatoxine B 1 par traitement à l’ammoniac.
-
La mise en œuvre de ce procédé, unique en son genre en Afrique permet aujourd’hui à cette
societé d’exporter le tourteau d’arachide détoxiqué sur les marchés les plus exigeants.
-
3-2-3. La lutte intégrée
Elle consiste à associer l’utilisation de variétés tolérantes à A. $GIVXY avec l’application stricte
des techniques culturales préventives et des techniques de tri manuel, mécanique ou
.__
électronique. Sa mise en œuvre offre de réelles chances d’obtention d’une production
d’arachide de bouche ou de confiserie dont la qualité satisfait, dans une mesure appréciable,
- -
aux normes hygiéniques et sanitaires édictées par le commerce international. En ce qui
concerne le marché européen avec lequel le Sénégal entretient des relations commerciales
-_
privilégiées, l’Union Européenne a élaboré une nouvelle réglementation en matière de
tolérance des aflatoxines dans les graines d’arachide destinées à l’alimentation humaine. La
-.
sévérité de ces normes donne une idée de l’importance et de la complexité de la problématique
de l’aflatoxine dans les pays africains et au Sénégal en particulier (Tabl VI).
-
u
‘---
- _-- --__
31.
Tableau VI : Teneurs maximales en aflatoxines autorisées par le règlement CE no1 525/98
dans les arachides
--
-
Aflatoxi nr
Mode de prélèvement
Produit
,
d’échantillons
Bl
Méthode d’analyse de
--I
référence
Arachides, fruits à coque et
fruits séchés
1. Arachides, fruits à coque et
4
Directive
Directive
fruits séchés et les produits
98/53/CE
98/53/CE
dérivés de leur transforma-
tion, destinés à la consomma-
tion humaine directe ou
comme ingrédient de denrées
alimentaires
2 . Arachides, destinées à être
s’owmises à un traitement de
triage ou à d‘autres méthodes
Directive
physiques avant leur consom-
Directive
98/53/CE
98/53/CE
mation humaine ou leur
1 5
utilisation comme ingrédient
-
de denrées alimentaires.
Source : Dimanche P., 1998.
-_
-m-111111-
_.
--.--
--
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-
-
-_
----_-.-.-_. <.”
--_--__
32
1. PRÉSENTATION DE L’ESSAI
La réalisation de cette étude a nécessité la mise en place d’un essai au champ.
1. Objectifs de l’essai
Le but de cette expérimentation est d’étudier le comportement des variétés d’arachide vis-à-vis
de la. contamination naturelle par A. jkvus au champ et de rechercher les relations possibles
entre, d’une part ce paramètre et d’autre part, la contamination par l’aflatoxine, la
contamination artificielle par une souche banale d-4. @vus et par une souche mutante
d%Z. $~VUS productrice de l’acide norsolorinique.
L’oh.jectif spécifique de cette étude est d’apprécier l’intérêt de l’utilisation de la souche mutante
à des fins de caractérisation du comportement des variétés vis-à-vis d’A. $~VUS,
comparativement à la souche banale d!4. $lavw dont les résultats ne sont pas souvent en
accord avec les niveaux de contamination observés au champ.
2. Conduite de l’expérimentation
L’expérimentation a été réalisée sur un sol sablonneux de type “dior” caractérisé par un
pH <: à 5.6 et une teneur en matière organique relativement faible (0.3 à 0.6 %).
Le précédent çultural est une jachère. Le sol a subi un labour superficiel suivi d’un épandage
d’engrais (6-20-10) à raison de 150 Kg/ha et d’un hersage. Le semis a été réalisé après une
pluie de 58 mm. Les graines préalablement traitées par un mélange fongicide-insecticide ont
été semées à raison d’une graine par poquet. L’écartement entre les lignes est de 50 cm et la
distance entre les poquets sur la ligne est de 15 cm.
Au cours du développement végétatif, deux binages ont été réalisés. Les variétés ont été
récoltées à des dates correspondant à leurs maturités physiologiques respectives, appréciées
par ~vérification après décorticage de l’apparition d’une couche brune sur la face intérieure des
coques.
Apres récolte, les plants sont mis à sécher sur de petites claies en prenant soin de disposer les
gousses vers le haut, de manière à favoriser leur séchage rapide.
33
II. MATÉRIEL ET MÉTHODES
1. Matériel
l-l. Matériel végétal
L’essai compte 20 variétés dont (5) vulgarisées au Sénégal et (15) introduites de I’ICRISAT.
Ce matériel inclut deux témoins locaux de sensibilité (GH 119-20) et de résistance (55-437) à
l’infestation par A. J%WUS. La liste des variétés ainsi que leurs cycles et origines est indiquée
dans Xe tableau VII.
Tableau VII : Liste de variétés mises en test.
-_.--
.-~
--..-.. ----~-_
Variété
Code
Origine
Cycle (jours)
55-437
Vl
Sénégal
9 0
ICGV 87084
v2
ICRISAThde
9 0
-
ICGV 87110
v3
ICRISAThde
9 0
ICGV 87779
v4
ICRISAThde
105
ICGV 878 15
v5
ICRISAThde
105
ICGV 87821
V6
ICRISAThde
105
ICGV 87836
v7
ICRISATllnde
105
ICGV 87845
V8
ICRISAThde
9 0
ICGV 88262
v9
ICRISAT/Inde
105
ICGV 88274
VlO
ICRISAThde
105
ICGV 89063
Vil
ICRISATAnde
105
ICGV 89065
v12
ICFUSAT/Inde
9 0
ICGV 89112
v13
ICRISAThde
9 0
ICGV 91283
v14
ICRISAThde
9 0
Jll
v15
ICRISAT/Inde
9 0
GH 119-20
V16
Sénégal
120
Fleur 11
VI7
Sénégal
9 0
GC 8-35
V18
Sénégal
85
73-33
v19
Sénégal
Var 27
v20
._._“._” ..-....-. “_.“_“_ -..-.- I
ICRISATIInde
----..._<.--
34
‘l-2. Matériel biologique
Le matériel biologique mis en œuvre dans cette étude comporte :
* une souche indigène d’A. ~7~~s isolée à partir du sol de la parcelle expérimentale
(photo 1) et
?? une souche mutante d!4. Jlavus obtenue de Coliege Station-Université du Texas
(Etats-Unis) (photo 2)
Photo 1 : AspergilllrssJfavus,
souche banale
Photo 2 : AspergilllusJlavrcs,
Souche mutante :
35
‘l-3. Matériel de laboratoire
- E t u v e
-
Balance de précision Mettler
-
Hotte à flux laminaire
- Agitateur va-et-vient
- Autoclave
- Agitateur Vortex
- Microscope
- Loupe binoculaire
-
Chambre de lecture à U.V
- Evaporateur rotatif
-
- Broyeur (Warring-blendor)
- Extracteur Soxhlet
-
Verrerie : boîtes de Pétri, Erlenmeyers, fioles jaugées, béchers, ballons, tubes à essais,
pipettes, ampoules à décanter, colonne à verre fiité, microseringues Hamilton, plaques
chromatographiques prêtes à l’emploi, cuve d’élution
2. Méthodes
2.1. Dispositif expérimental
Le dispositif adopté dans le cadre de cet essai est un lattice rectangulaire (5 x 4) constitué de 3
répértitions, avec 20 traitements (variétés). La randomisation a été faite grâce au logiciel
G.ENSTAT
La surface de l’essai est de 780 m2; la surface utile est constituée de 60 microparcelles de (4 x
2)m2 (cf. plan de l’essai dans YAnnexe 1)
2.2. Détermination du taux de contamination naturelle des graines
par A. jlavus
Le test de contamination naturelle des graines permet de déterminer le niveau potentiel de
contamination de celles-ci au champ si elles étaient placées dans des conditions optimales de
36
croissance des champignons présents à leur surface. Ce test est mis en œuvre dans deux
conditions différentes :
a) la non stérilisation préalable des graines permet le développement de l’ensemble de la
mycoflore présente à leur surface ;
b) la stérilisation superficielle des graines, elle, n’autorise que la croissance des
champignons (dont A. jlavus et A. parasiticus) capables de s’implanter solidement
dans le tégument séminal à travers leurs hyphes ; éliminant du coup les champignons
occasionnellement associés à ceux-ci.
-
cas des graines non stérilisées
Quatre lots de 10 graines provenant d’échantillons de gousses prélevés au hasard dans chaque
sous-parcelle (chaque sous-parcelle correspond à une répétition d’un génotype) sont trempées
(1 mm) dans de l’eau distillée stérile puis mises à ressuyer sur une feuille de papier buvard. Ce
traitement a pour but de leur conférer une humidité favorable au développement des champignons
presents à leur surface, en même temps qu’il permet de se rapprocher le plus possible des
conditions opératoires mises en œuvre lors de la contamination artificielle des graines. Après
élimination de l’excès d’eau par ce procédé, elles sont placées une par une dans des boîtes de Pétri
(à raison de 10 graines par boîte) contenant le milieu Agar-Rose bengale. (cf. Annexe 2a) et mises
à incuber pendant une semaine. Les graines colonisées par A. ji’avus/A. parasiticus sont
dénombrées à travers une observation minutieuse des caractéristiques morphologiques des
champignons présents à leur surface au moyen d’une loupe binoculaire et, au besoin, d’un
microscope.
-
cas des graines stérilisées
La stérilisation superficielle des graines a consisté en un trempage de celles-ci (2 min) dans
une solution alcool éthylique/eau (70/‘3O’/v) suivi de 2 rinçages successifs (1 min) à I’eau
distillée stérile. Après ressuyage, les graines sont placées dans des boîtes de Pétri contenant le
milieu Agar-Rose bengale et mises à incuber pendant une semaine dans les mêmes conditions
que précédemment. Le comptage des graines colonisées a été réalisé selon la même technique.
37
2.3. Détermination du taux de contamination artificielle des graines
par une souche banale d’A. fzavus
Le test de contamination artificielle permet de soumettre les graines préalablement stérilisées
à une forte pression d’une souche banale d’A. Jlavus. Ce faisant, le champignon qui se trouve
ainsi à l’abri de toute compétition de la part des autres champignons initialement présents sur
le tégument séminal, se développe dans des conditions environnementales optimales. Ce test
permet donc d’apprécier le comportement intrinsèque des génotypes sous la pression
prépondérante de A. $?~VUS.
La technique consiste à tremper les graines dans une solution alcool éthylique-eau (70/30v/V)
_^
pendant 2 minutes en vue de les stériliser en surface, puis après rinçage à l’eau distillée stérile
et ressuyage, à les tremper dans une suspension de spores d’A. Jlavus. Cette suspension
provient d’une culture d’A. Jlavus réalisée sur milieu Agar-Rose Bengale dans 10 boîtes de
Pétri. Après une semaine d’incubation les spores sont récoltées par raclage et lessivage de la
sui-face des cultures au moyen d’eau distillée (500 ml) contenant du Tween 80 à la
concentration de 0,05 O~‘I’~. La présence du Tween permet d’abaisser la tension superficielle
de la solution et d’améliorer ainsi la dispersion des spores au sein de la solution et leur
adhesion à la surface des graines mises à y tremper.
-
Pour chaque génotype, quatre lots de 10 graines provenant d’échantillons de gousses prélevés
au hasard dans les sous-parcelles correspondantes sont soumis à ce traitement. Les graines
ainsii infestées artificiellement sont placées une à une dans des boîtes de Petri (à raison de 10
graines par boîte) puis mises à incuber pendant une semaine. Les graines effectivement
colonisées par le champignon aflatoxinogène sont dénombrées, après examen à la loupe
binoculaire.
2.4. Détermination de la sensibilité des graines à l’infestation par une
souche mutante d’A.Jlavus
La technique de contamination artificielle des graines par le mutant sur milieu PDA (annexe
2b) est la même que celle mise en œuvre pour la souche banale d’A. @vus. Par contre la
lecture des boîtes se fait quatre (4) jours après incubation par une coupe transversale des
graines et par une observation de l’extension de la coloration orange symptomatique de la
présence de l’acide norsolorinique suivant l’échelle décrite ci-dessous. En effet le mutant
présente la particularité de produire de l’acide norsolorinique, composé précurseur de
3 8
--
l’aflatoxine Bl, à la différence de la souche banale d’A. jlcww dont le métabolisme conduit à
terme à la production d’aflatoxines. La quantité d’acide norsolorinique excrétée sur une graine
par le mutant est supposée être fonction de la sensibilité de celle-ci à l’infestation par A.Javas
et à la production subséquente d’aflatoxines. Si l’on accepte cette hypothèse, en conditions
d’infestation artificielle, les variétés résistantes ne devraient autoriser qu’un faible niveau
d’accumulation de ce composé ; alors que les variétés sensibles devraient en concentrer des
quantités plus importantes.
Forte coloration :
couleur orange couvrant plus de 50 % de la
-.
section transversale de la graine.
Coloration moyenne :
couleur orange couvrant entre 25 et 50 %de
la graine.
Coloration faible :
couleur orange couvrant moins de 25 % de
la graine.
Coloration nulle :
absence de couleur orange.
Le nombre graines de chaque classe est multiplié par 1; 0,50; 0,25 et 0,Ol respectivement
pour les colorations forte, moyenne, faible et nulle.
Photo 3 : Coloration orange caractéristique de l’acide
-.
Norsolorinique (revers de la boîte photo 2)
3 9
2.5. Détermination de l’humidité des graines à la récolte
-
L’humidité des graines à la récolte a été déterminée par calcul de la perte de poids
d’échantillons fraîchement récoltés et soumis à un séchage à l’étuve à 105°C jusqu’à poids
--
constant. La formule utilisée est la suivante
Humidité (%) =
(Poids fi-ais - Poids sec) x 100
Poids frais
2.6. Détermination du niveau de contamination du sol par A. flavus
-
La détermination de la population d’A. flavus dans le sol a été effectuée au moyen de la
technique des dilutions successives. Quatre échantillons de sol sont prélevés à la tarière, au
niveau de chaque sous-parcelle, à une profondeur de 20 cm. Après assemblage et
homogénéisation un échantillon moyen de 10 g est prélevé. Celui-ci est mis en suspension
dans un tube à essai contenant de l’eau distillée stérile additionnée de Tween 80 à 0,05% ‘Iv et
le volume final est porté à 50 ml au moyen de la même solution. Après agitation (agitateur
Vortex) 5 ml de cette suspension sont prélevés et transférés dans un second tube à essai dont
le volume final est porté à 50 ml par ajout de la solution eau-Tween 80 (dilution 1). Il en a été
ainsi jusqu’à la dilution 4. Puis 1 ml de chaque dilution es transféré et uniformément réparti
dans une boîte de Pétri contenant un milieu Agar-Rose.
Le comptage des colonies d’A. $‘UVUS est réalisé au moyen d’une loupe binoculaire après 7
jour;s d’incubation dans l’atmosphère du laboratoire. Le niveau de contamination du sol est
exprimé en nombre de propagules d’A. $kvz&gramme de sol (Annexe 3).
2.7. Détermination de la teneur en huile des génotypes
La teneur en huile des génotypes a été déterminée par extraction de celle-ci à partir d’une
mouture fraîche de graines à l’aide de l’hexane, dans un extracteur Soxhlet. Après élimination
de l’hexane par passage au rotavapor, l’extrait est porté à sec par étuvage jusqu’à poids
constant pour éliminer toute trace du solvant, puis pesé. La formule utilisée est la suivante :
Teneur en huile %
=
Poids échantillon d’huile porté à sec x 100
(base mouture fraîche)
Poids frais mouture
.-
40
2.8. Détermination de la teneur en aflatoxine des génotypes
La teneur en aflatoxine a été déterminée sur des échantillons moyens de 25 g de mouture
d’arachide deshuilée (Soxhlet) obtenus à partir des graines de chaque génotype. L’aflatoxine a
été extraite par un mélange de chloroforme (250 ml) et d’eau distillée (25 ml) après 30 min
d’agitation en présence d’hyflosupercel. 50 ml de cet extrait sont versés à travers une colonne
munie de verre frité constituée de bas en haut de 2 g de sulfate de sodium anhydre, de 5 g de
-
gel de silice et 3 g de sulfate de sodium anhydre.
L’extrait a été purifié par passage successif de 100 ml d’éther et 100 ml d’hexane, ce qui
permet respectivement d’éliminer les pigments et les traces d’huile. L’aflatoxine est éluée par
100 ml d’un mélange chloroforme/méthanol (97/3v/v). L’éluat est porté à sec (Rotavapor) et
repris par 10 ml d’un mélange benzènelacétonitrile (98/2). Une aliquote de cette solution est
injectée dans un Chromatographe Phase Liquide Haute Performance (HPLC) préalablement
étalonné à l’aide de solutions pures d’aflatoxine Bl de concentrations croissantes dans le
systeme solvant benzène/acétonitrile (98/2).
L,‘absorbance maximale de I’aflatoxine Br est lue à la longueur d’onde de 360 nm.
2.9. Analyse des données
.-
L’analyse statistique des données a été réalisée au moyen du logiciel MSTAT.
-
4 1
III. RESULTATS EXPERIMENTAUX
1. Conditions environnementales
a) Parasitisme
A la levée et tout au long du cycle végétatif des plantes, aucune attaque significative d’un
quelconque déprédateur n’a été notée. Toutefois, quelques taches symptomatiques de
cercosporioses précoce (Cercospora arachidicola) et tardive (Phaeosariopis personata) ont
éte relevées çà et là sur les feuilles de quelques génotypes au cours des 2” et 3” décades de
Septembre ; mais le niveau des attaques n’augure d’aucun effet dépressif sur les rendements.
b) Pluviométrie
La pluviométrie totale enregistrée durant l’expérimentation au niveau de la station est de :
582 mm. Ce cumul est supérieur à la moyenne enregistrée 8 ans sur 10 durant les périodes de
sécheresse relative sur ce même site (520 mm) depuis 1966. Sa distribution est marquée par la
manifestation de périodes relativement plus pluvieuses (3= décade de Juillet : 90,3 mm, 2”
décade d’Août : 116,8 mm, 3” décade d’Août : 86,5mm et 2” décade de Septembre : 86,5 mm)
(Fig.. 7). Toutefois l’on notera que les besoins en eau des plantes ont été suffisamment
couverts, singulièrement durant les phases les plus critiques correspondant à la floraison
(AoGt) et à la formation des gousses (Septembre). De plus, durant le séchage des plants en
andains puis en petites meules, aucune pluie n’a été enregistrée, ce qui réduit d’autant le risque
de contamination des produits lorsqu’on sait que les pluies tardives sont un puissant facteur
d’exacerbation de l’infestation de l’arachide par A. flavus, au champ.
c) Humidité relative
L’humidité relative minimum croît progressivement de Juin (27 %) à la 3” décade d’Août où
elle atteint 87 %, puis décroît jusqu’à 49 % à la 3” décade d’octobre. L’humidité relative
m’aximum, elle, varie de 73 % en Juin à 93 % durant la 3” décade de Juillet puis se maintient
pratïquement a cette valeur jusqu’à la récolte (Fig. 8).
d) Température
Les températures minima s’établissent entre 22 et 25°C et ne présentent que de faibles
Vari;ations tout au long du cycle de développement des plantes. En revanche, les températures
..-
42
maxima baissent progressivement de 39°C en Juin à 31°C à la mi-Août. Elles se stabilisent
maintenir autour de 34°C durant le mois d’octobre (Fig. 9).
Il convient de rappeler que l’humidité relative et la température sont des facteurs qui ont une
incidence déterminante sur la croissance des champignons aflatoxinogènes. Les valeurs
enregistrées au cours de cette expérimentation, singulièrement en période de récolte
(HR max = 94 et T” max z 35°C) n’excluent point pour ces champignons la possibilité de se
développer et de produire des aflatoxines ; lorsque de surcroît les techniques de récolte mises
en ceuvre n’autorisent pas un séchage rapide des plants.
.-
“ -
43
>-
--
Figure 7 : Répartition de la pluviométrie décadaim (Nioro)
Ï
“ -
+l-hEDf
-a---Mn
-~_.._.--~ I
0 l-7-v-- 6 , , , , , , / , , ,
,
_. - ._. _ .
.~
---------- -----.-.--,_ --- ...- --.
.-
Figure 8 : Evolution de l’humidité relative décadaire (Nioro)
-
, , , , , , ) ( , , / / 1
Figure 9 : Evolution de la températmz décatie (Nioro)
. .
44
2. Performances agronomiques : rendement en gousses et poids de 100 graines
Les performances agronomiques des génotypes mis en tests sont indiquées dans le tableau ci-
dessous :
Tableau VIII : Rendements en gousses (kg/ha), et poids de 100 graines (g) des génotypes.
Variété
Rendement en
Poids de 100
gousses (TsZg/ha)
graines (g)
55-437
1860 abcd
33.73
cde
ICGV 87084
1474 abcd
38.33
c d
ICGV 87110
2160 ab
39.40
c d
ICGV 87779
1048
d
31.37
de
ICGV 87815
1547 abcd
49.73 ab
ICGV 87821
1343 abcd
28.97
e
ICGV 87836
1138
c d
28.77
e
ICGV 87845
1268 bc
42.30
c
ICGV 88262
1381 abcd
41.47
c
ICGV 88274
1903 abcd
32.67
de
ICGV 89063
1823 abcd
32.63
de
ICGV 89065
1767 abcd
47.67 b
ICGV 89112
1602 abcd
33.90
cde
ICGV 91283
1776 abcd
37.03
cde
Jll
1869 abcd
33.47
cde
GH 119-20
2055 abc
38.17
c d
Fleur 11
2267 a
55.03 a
Gc 8-35
1984 abcd
34.60
cde
73-33
2262 a
50.53 ab
Var 27
2024 abc
42.30
c
M O Y
1727,55
38,60
c v
17.77
8.13
Effet variétal
***
**x
C.V : Coefficient de Variation
*** : Effet très hautement significatif
LES moyennes ayant la même lettre ne sont pas signiJicativement d@érentes au seuil 5% (Test
de Newman-Keuls)
ppas @lus petite amplitude significative) gousses = 515,33 ; ppas graines = 5,19.
a) rendement en gousses
Les variétés présentent une différence hautement significative pour cette variable, avec un
coef*ficient de variation de 17,77 *A. Fleur 11 et 73-33 présentent des rendements respectifs
;
*-II--
45
-
(2267 kg/ha, 2262 kg/ha) significativement différents de ceux de tous les autres génotypes. La
première fortement demandée en milieu rural, enregistre une progression limitée de sa culture
en raison de l’insuffisance des semences de base ; en revanche, la seconde est largement
cultivée au Sénégal.
La comparaison multiple des moyennes (Test de Newman-Keuls) révèle que les génotypes
ICGV 87 779 et ICGV 8’7 836 enregistrent les rendements respectifs les plus faibles
(1138 kg/ha et 1048 kg/ha) ; ceux-ci diffèrent significativement des génotypes les plus
productifs (Fleur 11 : 2267 kg/ha, 73-33 : 2262 kg/ha, ICGV 87 110 : 2160 kg/ha, GH 119-20
: 2055 kg/ha, Var 27 : 2024 kg/ha) mais pas des autres génotypes.
Les rendements des autres génotypes (CG 8-35, ICGV 88 274, Jll, 55-437, ICGV 89 063,
ICGV 91 283, ICGV 89 065, ICGV 89 112, ICGV 87 815, ICGV 87 084, ICGV 88 262,
ICGV 87 821 et ICGV 87 845) bien que variant dans de larges proportions (1268 kg/ha à
1984 kg/ha) ne présentent aucune différence significative entre eux (Fig. 10)
Figure 10 : Rendement en gousses (kg/ha) des variétés
40
b) poids de 100 graines
Le poids de 100 graines est une caractéristique technologique importante qui permet de
définir le grade de l’arachide de bouche à l’exportation. Fleur 11, 73-33 et ICGV 87 815 dont
les poids respectifs de 100 graines (55,03 g ; SO,53 g et 49,73 g) sont les plus élevés diffèrent
signiikativement
de tous les autres génotypes à l’exception de ICGV 89 065
(47,6 g). :Parmi ces derniers, ICGV 87 845, VAR 27 et ICGV 88 262 qui ont des poids de 100
graines variant entre 41 g et 42,30 g diffèrent significativement de ICGV 88 274, ICGV 89
063, ICGV 87 779, ICGV 87 821 et ICGV 87 836 dont les poids de 100 graines sont les plus
faibles et varient entre 28,7 g et 32,6g. Tous les autres génotypes occupent une position
intermédiaire par rapport à ce paramètre (fig. 11).
Figure 11 : Poids de 100 graines (g) des variétés
47
3. Comportement des variétés vis-à-vis de la contamination par .4. flavud
A. pamsiticm
a) Contamination naturelle des arachides au champ
- Cas des graines non stérilisées
Les résultats de ce test sont présentés dans le tableau IX.
Tabkeau IX :Taux de contamination naturelle (au champ) des graines non stérilisées
en surface.
Variété
Taux de contamination (%)
ICGV 87779
94,2
(76.53) a
ICGV 87836
90,8
(72.52) ab
ICGV 87821
87,5
(69.52) abc
ICGV 88262
74,2
(59.50) abcd
ICGV 88274
65
(53.81) abcde
Fleur 11
54,2
(48.26)
bcdef
ICGV 91283
53,3
(47.07) bcdef
ICGV 87845
51,7
(45.97)
cdef
73-33
50
(45.01)
cdef
GH 119-20
48,3
(44.03)
cdef
ICGV 89063
43,3
(41.12)
def
ICGV 87815
42,5
(40.55)
def
ICGV 87110
39,2
(38.66)
def
ICGV 89112
34,2
(34.69)
def
Jll
33,3 (34.26)
def
ICGV 89065
25,8
(30.47)
def
Var 27
25
(29.73)
def
5 5 - 4 3 7
22,5
(27.99)
e f
ICGV 87084
17,5
(24.09)
e f
GC 8-35
15,8 (21.52)
f
MOY.
44,77
C.V. (Y&)
23.39
Effet
***
C.V. : Coefficient de variation
*** : Effet très hautement significatif.
Les mqyennes ayant la même lettre ne sont pas sign@cativement diférentes au seuil 5 % (Test
de Newman-Keuls)
ppas (plus petite amplitude significative) = 17,ll
Les valeurs entre parenthèses ont subi une transformation angulaire
48
Ils permettent de noter que GC-8-35 est le génotype le plus résistant à A. jkws (15,8 %)
(groupe 2). Une différence significative est notée entre son taux de contamination et ceux de
ICGV 87 779, ICGV 87 836, ICGV 87 821, ICGV 88 262 et ICGV 88 274 (65 à 94,2 %) qui
constituent le groupe le plus sensible au champignon (groupe 1) et au sein duquel aucune
différence significative de comportement vis-à-vis de A. jkvus n’est relevée entre les variétés.
De même, aucune discrimination n’a pu être faite entre le lot des 13 variétés restantes sur la
base (de leurs taux de contamination respectifs. Toutefois, l’on peut tenter de classer celles-ci
en 2 catégories : les moyennement résistantes (17,5 à 43,3 %) : ICGV 87 084, 55-437, VAR
27, ICGV 89 065, Jll, ICGV 89 112, ICGV 87 110, ICGV 87 815, ICGV 89 063 (groupe 4)
et les moyennement sensibles (48,3 à 65 %) : GH 119-20, 73-33, ICGV 87 845, ICGV 91
283, Fleur 1’1 (groupe 3) (Fig. 12).
100,o
-
90,o
80,O
70,o
60,O
SO,0
40,o
30,o
20,o
10,o
090
Vanétés
Figure 12 : Contamination naturelle des variétés au champ (graines non stérilisées)
49
- Cas des graines préalablement stérilisées en surface
Les résultats sont indiqués dans le tableau X.
Tableau X :Taux de contamination naturelle (au champ) des graines
stérilisées en surface.
Variété
Taux de contamination
(O/ 1
ICGV 87836
9,56
(80.80)
a
ICGV 87821
8,79
(70.15)
ab
Fleur 11
6,46
(60.59)
abc
ICGV 88262
7,07
(59.54)
abc
Jll
6,35
(54.58)
abc
ICGV 87845
6,29
(53.62)
abc
ICGV 87084
5,8 1 (49.93)
abc
ICGV 91283
5,47
(46.44)
abc
ICGV 88274
4,58
(41.36)
abc
ICGV 89063
3,23
(34.54)
abc
ICGV 87815
3,03
(33.58)
abc
ICGV 87779
3,08
(33.46)
abc
ICGV 89112
3,70
(33.30)
abc
73-33
3,02
(33.05)
abc
GH 119-20
2,88
(30.18)
abc
ICGV 89065
1,47
(22.70)
bc
Var27
1,46
(22.21)
bc
ICGV 87110
1,15
(18.86)
bc
5 5 - 4 3 7
0,39
(9.347)
C
GC 8-35
0,45 (6.976)
C
M Q Y .
39,76
c.v (%)
4 9 . 9 2
***
C.V. : Coefficient de variation
*** : Effet très hautement significatif
Les moyennes ayant la même lettre ne sont pas sign$cativement
diflérentes au seuil 5
% (Test de Newman-KeuIs)
ppas @lus petite amplitude significative) = 28,64
Les valeurs entre parenthèses ont subi une transformation angulaire
Ils révèlent à l’évidence, que ce test est faiblement discriminant. Toutefois, il fait ressortir une
difftbrence significative entre d’une part : ICGV 87 836 et ICGV 87 821 apparaissant ici
comme les variétés les plus sensibles (95,6 *A et 87,9 % respectivement) (groupe 1) et d’autre
50
part, W-8-35 et 57-437 qui se révèlent ici être les plus résistantes (4,5 % et 3,9 %
respectivement) (groupe 2).
Les taux de contamination des 16 autres variétés ne présentent pas de variation significative
selon le test statistique de comparaison des moyennes mis en œuvre. Toutefois, l’on peut
retenir que, compte tenu de leurs taux relativement faibles, ICGV 87 110, VAR 27 et ICGV
89 0615 (Il,5 % ; 14,6 % et 14,7 % respectivement) sont moyennement résistantes (groupe 4) ;
alors que GH 119-20, 73-33, ICGV 8 9 112, ICGV 87 779, ICGV 87 815, ICGV 89 063,
ICGV 88 274, ICGV 91 283, ICGV 8 7 084, ICGV 87 845, Jll, ICGV 88 262 et Fleur 11
28.8 ‘D/o à 64.6 %) sont moyennement sensibles (groupe 3) (Fig. 13 ).
Variétes
Figure 13 : Contamination naturelle des variétés au champ (graines préalablement
stérilisées en surface)
5 1
b) Contamination artificielle des graines par A. j&zvw
- Cas de la souche banale d’A.flavus
La photo 4 montre la colonisation des graines d’arachides soumises a une contamination
artificielle par la souche banale d’A. jkzvus
Photo 4 : Graines d’arachide coloniskes
parA.jZmzt.s, souche banale
Les résultats (Tableau XI) permettent de distinguer 3 groupes de variétés mais dans chacun
desquels on ne note cependant, aucune différence significative entre les individus.
-.
Le groupe 1 réunit les variétés les plus sensibles à A. ~?‘avus : (96 à 100 %) ICGV 87 821,
ICGV 87 262, ICGV 87 779, ICGV 87 836, ICGV 87 815 et Fleur 11. La variété
ICGV 89 065 (48,8 %) apparaît comme étant la plus résistante au champignon aflatoxinogène
(Groupe 2). Le Groupe 4 rassemble les variétés moyennement résistantes à A. $‘avus (62,8 %
à 75,7 OA) : 73-33, GC-8-35, 55-437, Jll, ICGV 87 084, ICGV 87 110, ICGV 87 845 et
GH 119-20.
Le lot des variétés restantes (groupe 3) (80,6 à 90,96 %) comprend ICGV 91 283,
ICGV 88 274, VAR 27, ICGV 8 9 063 e t ICGV 8 9 112 que l’on peut qualifier de
moyennement sensible à A. jkzvus (Fig. 14).
5 2
Tableau XI : Taux de contamination artificielle des graines par A. J~WUS
Variété
Taux de contamination (%)
ICGV 87821
100 (90.05) a
ICGV 88262
99,4
(87.01) ab
ICGV 87779
98,3
(83.98) abc
ICGV 87836
98,5
(83.98) abc
ICGV 87815
94,9
(80.11) abcd
Fleur 11
96,7
(79.67) abcd
ICGV 91283
90,9
(72.68) bcde
ICGV 88274
90,4
(71.99)
bcde
Var 27
87,6
(69.39)
cdef
ICGV 89063
83,5
(68.01)
def
ICGV 89112
80,6
(65.18)
e f
73-33
75,7
(61.23)
e f
GC 8-35
74,3
(60.02)
e f
5 5 - 4 3 7
745 (59.65)
e f
Jll
73,9
(59.56)
e f
ICGV 87084
73,7
(59.01)
e f
ICGV 87110
71,2
(57.61)
e f
ICGV 87845
69,6
(56.91)
e f
GH 119-20
62,8
(52.77)
f
ICGV 89065
43,8 (41.63)
g
M O Y .
68,17
C.V.
8.05
Effet
***
C.V. : Coefficient de variation
*** : Effet très hautement significatif.
Les moyennes ayant la même lettre ne sont pas siguificativement différentes au seuil 5 % (Test
de Newman-Keuls)
ppas (plus petite amplitude significative) = 10,OS
Les valeurs entre parenthèses ont subi une transformation angulaire
53
Variétés
-
F’igure 14 : Contamination artificielle des variétés avec la souche banale
d’Aspergillusflt.zvm
5 4
- cas de la souche mutante de A. Jlavus
La présence et l’extension de la couleur orange symptomatique de la production d’acide
-.
norsolorinique par le mutant à l’intérieur des graines constitue le principal critère de
classification. Elle est appréciée par observation visuelle de la coupe transversale des graines
infestées après 4 jours d’incubation (photo 5).
Photo 5 : Graines d’arachide contaminées par A. j7avus, souche
mutante
-
Boîte A : Coupe transversale des graines de la Boîte B.
1 : coloration orange supérieure à 50%
2 : coloration nulle
3 : coloration comprise entre 25 et 50 %/
Les résultats (tableau XII ) indiquent que ICGV 87 821, ICGV 87 836 et ICGV 88 262
présentent les plus fortes extensions d’acide norsolorinique dans leurs graines. Elles
apparaissent donc comme étant potentiellement les plus sensibles à l’infestation par
A. jl;ravus et à la contamination par l’aflatoxine (groupe 1) sur la base de l’hypothèse
préalablement énoncée. Leurs notations relatives (0,6 l-0,64) sont significativement
diffkentes de celles de tous les autres génotypes à l’exception de ICGV 87779,
ICGV 87 815 et ICGV 88 274 qui peuvent être considérés comme moyennement sensibles
(groupe 3) (0,41-0,53).
.-
55
Les autres génotypes caractérisés par une faible extension d’acide norsolorinique dans leurs
graines ne présentent pas de différence significative entre eux ; toutefois, on peut les
distinguer en deux groupes : ceux qui sont caractérisés par un bon niveau de résistance (O,lO-
0,12) (groupe 2) : VAR 27, 55-437, ICGV 87 084, 73-33, Jll, CG-8-35 et ceux qui présentent
un niveau moyen de résistance (groupe 4) (0,15-0,27) ICGV 89 065, ICGV 87 845, ICGV 91
283, ICGV 89 112, ICGV 87 110, ICGV 89 063, GH 119-20, Fleur 11 (Fig. 15).
Tableau XII : Contamination artificielle des graines avec la souche mutante.
Vari&
Notation visuelle ’
ÏCGV 87821
0,64 a
ICGV 878’36
0,64 a
ICGV 88262
0,61 a
ICGV 87779
0,53 ab
ICGV 878 15
0,47 bc
ICGV 88274
0,41 abc
GH 119-20
0,27
de
Fleur 11
0,27
de
ICGV 89063
0,25
def
ICGV 87110
0,24
def
ICGV 89112
0,18
def
TCGV 91283
0,17
def
ICGV 87845
0,15
def
ICGV 89065
0,15
def
GC 8-35
0,12
ef
Jll
0,ll
f
73-33
0,ll
f
55-437
0,lO
f
.
ICGV 87084
0,lO
f
Var 27
0,lO
f
MOY.
0,28
C.V. (%)
18,05
Effet variétal
***
C.V. : Coefficient de variation
*** : Effet très hautement significatif.
Les moyennes ayant la même lettre ne sont pas significativement
différentes au seuil 5 % (Test de Newman-Keuls)
ppas : (plus petite amplitude significative) = 0,0879
Les valeurs entre parenthèses ont subi une transformation angulaire
’ Moyenne de 3 répétitions par variété
‘--m-m--
-----
5 6
/
06
/
/
.,
/
,.,’
r /
k”
-
Figure 15 : Contamination artificielle des variétés avec la souche mutante
d’Aspe@Ius flavus
-
Le tableau XIII donne une vue synoptique du classement des variétés selon les diverses
échelles relatives spécifiques à chaque test. Il permet de mieux visualiser les points de
convergence et de divergence entre les tests.
57
Tableau XIII : Classement des variétés par rapport aux paramètres de la contamination suivant diverses échelles relatives
;
Eh
m@Jj&
E --
Echelle
;raines stérilisées
Echelle
Souche
Souche
Echelle
sées en surface
relative
en surface
relative
banale
~
mutante
relative
CGV 87 82 1
CGV 87 779
CGV 88 262
CGV 87 836
iroupe 1 :
CGV 87 836
CGV 87 836
CGV 87 82 1
CGV 87 836
6àlOO%
I$l-0,64
$7,9 à 95,6 %
ensibles
CGV 87 82 1
15 à 94,2 %
CGV 87 82 1
CGV 87 779
CGV 88 262
CGV 88 262
jleur 11
CGV 88 274
:CGV 87 815
55-437
:CGV 87 084
i5-437
iroupe 2 :
X-8-35
3,9 0 4,5 %
.3.8 %
73-33
15,8 %
X-8-3 5
3,10-0,12
Lésistantes
[CGV 89 065
r11
X-8-35
.CGV 88 274
:CGV 91283
:CGV 87 084
:CGV 87 845
111
ICGV 91283
ICGV 87 779
houpe 3 :
Fleur 11
Fleur 11
ICGV 88 274
ICGV 87 815
doyennement
ICGV 91283
[CGV 88 262
28,8 à 64,6 %
48,3 à 65 %
VAR 27
SO,6 à 90,9 % ICGV 88 274
sensibles
ICGV 87 845
GH 119-20
ICGV 89 063
73-33
73-33
ICGV 89 112
GH 119-20
[CGV 87 815
tCGV 87 779
ICGV 89 063
ICGV 89 112
ICGV 89 065
ICGV 89 063
73-33
ICGV 87 845
ICGV 87 815
55-437
ICGV 91283
ICGV 87 110
GC-8-35
Groupe 4
ICGV 87 110
ICGV 89 112
ICGV 87 110
J 11
Moyennement
62,8 à 75,7 % ICGV 89 112 O>U-0,27
11,5 à 14,7 ?/o
Jlî
VAR 27
ICGV 87 084
ICGV 89 063
résistantes
ICGV 87 084
!CGV 89 065
ICGV 87 -10
Gffa*
55-437
ICr,V 87 845
rieur i i
VAR 27
GH 119-20
VAR 27
ICGV 89 065
I
l
I
I
I
I
/
I
1
!
!
!
!
i
!
1
!
r
5s
c) Corrélations entre les tests mis en œuvre
Les coefficients de corrélation entre les tests de contamination artificielle réalisés au moyen
de la souche banale (SB) et de la souche mutante (SM), les tests de contamination naturelle
effectués à partir de graines non stérilisées @ST) et stérilisées (ST) sont indiques dans le
tableau XIV.
Tableau XIV : Corrélations entre les divers paramètres
** Significatif au seuil de 1 %
* * * significatif au seuil de 0.1%
11 ressort de l’analyse que les corrélations entre (SB) et (SM) d’une part (0,649) et (SB) et
@ST) d’autre part (0,557) sont très hautement significatives ; celle entre (SB) et (ST) (0,405)
est hautement significative.
La corrélation entre (NST) et (ST) (0,540) est très hautement significative.
La çorrélation entre (SM) et NST) est très hautement significative et, fait notable, elle
présente la valeur la plus élevée (0,716). Celle entre (SM) et (ST) (0,384) se révèle hautement
significative.
Les droites de régression (Fig. 16) déterminées à partir des valeurs obtenues de ces tests font
apparaître que celle associant (SM) et (NST) accuse la plus forte croissance.
-~
59
(a:
0,80 __. ~ÿ’-~o~~~-o~~ .._. ,_-. _.._ -_..- --._.. --. .___” -.......-. “__._. .x-. ,^..-__..-... ----_1- ..--“-“l-l~- ---... --_- ,-.-. ~
R2 = 0,4213
$8
fi!
a 0,60 -
5
2 0,40 -
*
i 0,20 -
In
?
???? ??
?
? ? ?
20,o
40,o
60,O
80,O
100,o
120,o
Souche banale (%)
- .__ - -.-------.~---
-
-.----
(a) Droite de régression entre la contamination par la souche mutante et la contamination par la souche banale
-
-
120,o - ".
<., _ ,.<_. ~-., _;. _ ., ^_ ^ _ _. _,-.__, _. I,. -< ._~ _- ..;.. __. _l. .I
a\\
.d
100,o
-i
Souche mutante (%)
(b) Droite de régression entre la contamination naturelle des graines non sttiisées et la contamination par la souche mutante
y = 0,9499x - 29,479
R2 = 0,31
??? -
20,o
40,o
?60,O ?
W
80,O
100,o
120,o
Souche banale (%)
(çj Droite de régression entre la contamination naturelle des graines non st&ilis&s et la contamination par la souche banale
Figure 16 : Droites de régression entre divers tests de contamination
60
_ .
<-
60,O
I -
Graines stérïlsées (%)
/ -
(d) : droite de régression entre la contamination naturelle des gralnes non st&~Mées et celles des grames st~sées
(el
q 2(-J ,o _ _ ._ “~~“~~+23276’ ___._ __,,” ._.,.,_ r __,.-_ “^. ,.__,.,<l. .,,.._. .__“. _. . “_ ..-- _.“_” .‘.._.. .--“^--l.._ 1-c “_ -..;..o. _~ ..--...- “...-.:
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R~=O*I477
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4
+
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4
8 20,o -
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?
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?
????
????
0,20
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
Souche mutante m
---.-- --.-------l_l-.
~.
-
-
(e) : Droite de r&gression entre la contamination naturelle des graines sténlïsées et la contamination avec la souche banale
-4
20
40
60,O
80,O
100,0
120,o
Souche banale (%)
(1) : droite de régression entre la contamination des graines non stérilisées et la contamination des graines avec la souche mutante
- Figure 14 : Droites de régression entre les différents tests de contamination.
61
4. Relations entre le niveau de contamination du sol et Ie taux d’infestation
des variétés par A. @vus
L’étude du taux de contamination du sol mis en culture pour chaque variété montre que la
population tellurique des champignons a notablement évolué au cours du cycle végétatif En
effet, la densité de population de la mycoflore aspergillienne apparaît faible au semis et à la
floraison puis se voit quasiment triplée en période de récolte (Tableau XV). Mais le fait le
plus remarquable est qu’à densité de population d’A. j7uv~s équivalentes ou presque, les
vanétés résistantes (55-437) ou moyennement résistante (VAR 27) se retrouvent, après
récolte, moins infestées que les variétés moyennement sensibles ou sensibles (IGCV 87 779,
ICGV 87 815, ICGV 87 836, ICGV 87 845, ICGV 88 262 et ICGV 91283) (Fig 16 ).
Tableau XV : Evolution de la population de spores par g de sol pour différentes dates de
prélèvement allant du semis à la récolte
~OMBRE DE SPORES PAR G DE SOL POUR LES 3 DATES DE PRÉLÈVEMENTS
EN FONCT1ON DES VARIETES
V a r i é t é s
Semis
Floraison
Maturation des gousses
55-437
1805.83
18.75
4827.08
IC~GV87084
50.42
442.92
1097.50
ICGV 87110
608.75
460.00
1389.58
ICGV 87779
884.58
560.00
3912.50
ICGV 87815
417.08
1411.25
5194.17
ICGV 87121
92.08
1255.00
2014.17
ICGV 87836
1325.83
512.08
4176.25
ICGV 87845
934.58
462.92
4060.00
ICGV 88262
192.08
60.00
3436.25
ICGV 88274
1098.25
1813.75
959.17
ICGV 89063
1850.42
537.08
2759.58
ICGV 89065
512.50
935.00
2422.50
IC.GV 89112
1804.17
981.67
3031.67
ICGV 9 1283
86.25
852.50
4483.33
Jll
121.67
1315.42
967.92
GH 119-20
508.75
925.42
67.08
Fleur 11
546.25
965.42
2466.25
GC 8-35
8.33
704.17
1516.25
73-33
1017.50
925.00
1305.00
Var 27
1551.25
1194.58
6572.50
Moyenne
770.73
816.65
2832.94
-
------
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62
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R é c o l t e
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Figure 17 : Populations de spores d’AspergiZZusflavus à différentes phases du cycle de la
plante
6 3
5. Teneur en huile et niveaux de contamination des variétés par l’aflatoxine.
La teneur en huile des variétés a été déterminée sur un échantillon moyen de mouture des
graines de chaque variété.
La détermination de la teneur en aflatoxine a été réalisée sur les moutures de graines
déshuilées provenant de l’opération antérieure.
Les résultats relatifs à ces deux paramètres sont consignés dans le tableau XVI
Tableau XVI : Teneurs en huile et aflatoxine Bl
.-
.-
A l’exception de ICGV 87779 (46 %) toutes les autres variétés ont des teneurs en huile
avoisinant 50 %. Fleur 11, 73-33, et GC 8-35 qui sont des variétés vulgarisées ou en voie de
l’être au Sénégal ont des teneurs en huile respectives de 57 %, par rapport aux variétés
introduites de L’ICRISAT.
De toutes les variétés mises en test, seules 5 se sont révélées être contaminées par l’aflatoxine.
55-437 et J 11, connues pour leur résistance à A. flavus ont des teneurs en aflatoxines très
64
faibles (1.03 et 0.18 ppb*). ICGV 87084 variétés dotées d’une résistance variable à A. $kvus
concentre 2.41 ppb d’aflatoxines. ICGV 87779, ICGV 87836 et ICGV 91283 toutes, variétés
sensibles ont des teneurs respectives de 1.03; 3.78 et 0.80 ppb.
Il Faut rappeler que ces variétés ont été cultivées selon les normes recommandées par la
recherche, en matière de prévention de la contamination par l’aflatoxine. Il n’est pas rare que
dans les méthodes cultivées selon des méthodes traditionnelles en milieu paysan, on relève
des teneurs en aflatoxines variant entre plusieurs centaines et plusieurs milliers de ppb. Les
-.
faibles teneurs d’aflatoxine Br enregistrées dans cet essai attestent bien de la possibilité de
produire au Sénégal des arachides dont les niveaux de contamination sont conformes voire
-
miime en-deçà des normes édictées par le marché international.
* ]pb : parties par milliard
---
-
65
DISCUSSION GÉNÉRALE
La résistance des graines des génotypes d’arachide présente un intérêt particulier pour réduire’
l’invasion par A. J2uvu~ et A. purasiticus ainsi que la production subséquente d’aflatoxines
(Mehan V. K. et al. 1983).
<-
Les résultats de ce travail montrent, suivant les différents tests de contamination, que chez
certaines variétés les niveaux de colonisation par les champignons aflatoxinogènes sont
significativement moins élevés que chez d’autres. Cependant les niveaux de colonisation des
graines de tous les génotypes testés sont les plus élevés pour la contamination artificielle avec
la souche banale d’A. $?~VUS (43 % à 100 %). Dans ces conditions, la pression fongique est
tell’ement forte qu’il devient difficile de discriminer les variétés. En effet, il devient relatif
d’af&-mer qu’une variété qui a un niveau de colonisation de 43 % est tolérante. Des travaux
antérieurs (Mehan V. K. et aZ., 1981) ont montré que les résultats obtenus suivant cette
technique ne sont pas toujours corrélés avec la contamination naturelle des génotypes au
champ.
Pour le test de contamination artificielle des graines avec la souche mutante, des essais
preliminaires ont montré que la croissance fongique et la production subséquente d’acide
norsolorinique étaient inhibées chez les graines mûres nouvellement récoltées. Il apparaît qu’à
ce stade de développement les mécanismes de défense (sécrétion de phytoalexines) de la
graine mûre, saine et fraîchement récoltée sont suffrsants pour inhiber la croissance fongique.
-
Des résultats similaires ont été trouvés par Lopez Y. (1994). Dans le test de contamination
artificielle mettant en œuvre la souche mutante des résultats positifs montrant une différence
tres hautement significative entre les variétés (P < l”/& ne sont obtenus qu’après 15 jours de
séchage et de stockage au champ des variétés. Il est fort probable que les taux d’humidité
-
élevés des graines au moment de la récolte aient joué un rôle dans l’absence d’expression du
mutant chez les graines nouvellement récoltées.
Sur les 20 génotypes mis à sécher pendant 15 jours et testés avec la souche mutante, cinq ont
présente des réponses de résistance, il s’agit de :
6 6
a
55-437 (témoin local de résistance locale) ;
a
ICGV 87 084 (introduction de 1’ICRISAT) ;
*
73-33 (variété locale adaptée à la zone de Nioro) ;
?
J 11 (témoin de résistance de I’ICRISAT) ;
??
GC-8-35 (variété locale nouvellement sélectionnée pour le Nord du bassin
arachidier en vue de remplacer la 55-437).
Tous ces génotypes se sont classés moyennement résistants avec le test de contamination des
graines non stérilisées et le test de contamination artificielle par la souche banale. On peut
donc considérer qu’ils gardent pratiquement leurs niveaux de résistance et pourraient donc être
exploités pour minimiser la contamination par les aflatoxines (Tabl XIII).
Trois génotypes se sont révélées sensibles :
.
ICGV 8 7 836
?
ICGV 87 821
.
ICGV 88 262
Ces résultats sont également en bonne concordance avec ceux obtenus avec les tests de
contamination naturelle des graines non stérilisées et stérilisées et le test de contamination
artificielle avec la souche banale.
La variété GH 119-20 connue pour sa sensibilité moyenne à A. flavus selon le test de
contamination naturelle des graines non stérilisées se retrouve, hélàs, parmi les variétés
moyennement résistantes selon les tests de contamination artificielle avec la souche banale et
la souche mutante.
L’intérêt de la souche mutante réside dans son fort pouvoir de discrimination des variétés .
L’$évaluation des génotypes d’arachide pour la résistance à l’infestation (au champ) des graines
préalablement stérilisées en surface peut présenter un intérêt dans la mesure où elle permet de
mettre en évidence la résistance du tégument séminal. En effet avec la désinfection
superficielle, on favorise l’expression de la. contamination systémique laquelle est moins
frkquente que l’invasion directe par le champignon (Diener et &., 1986). Il ressort de ce test
des génotypes dont les niveaux de résistance se sont déjà exprimés dans les autres tests de
contamination : II s’agit de 55-437 et GC-8-35. Cependant, des travaux ont mis en évidence le
-_-----
------y
67
caractère complexe de la désinfection superficielle des graines qui, si elle est très poussée
donne des résultats très faibles. Par contre, si la désinfection superficielle est très légère, les
-
spores qui se trouvent sur le tégument séminal ne sont pas détruits, ce qui peut biaiser les
résultats obtenus.
Par ailleurs, il ne semble pas y avoir une relation directe entre la densité de population
d’A. jkws dans le sol et le niveau de contamination des génotypes. Ce constat renforce
l’hypothèse selon laquelle les différences de comportement des variétés vis-à-vis de la
colonisation par A. jkvus sont probablement d’origine génétique.
En définitive, la bonne corrélation entre les taux de contamination obtenus au moyen du test
du mutant et ceux relevés au moyen du test de contamination naturelle des graines non
stérilisées (r = 0,71) atteste de l’intérêt que pourrait représenter la souche mutante dans le
processus de caractérisation ex-ante du comportement variétal au champ. Toutefois il faut
relever que l’évaluation du degré d’extension de la couleur orange caractéristique de la
presence d’acide norsolorinique dans les graines est une technique qualitative dont les
performances pourraient être améliorées par la mise au point de techniques quantitatives et
fiables de détermination de ce composé.
L’obtention d’une variété tolérante à A. ~ZCXVUS ne présente un intérêt pour le développeur et
l’utilisateur que lorsque ses performances agronomiques et ses caractéristiques technologiques
sont conformes aux “desiderata” des consommateurs et aux normes du marché. A cet égard,
les variétés identifiées comme étant tolérantes ont des rendements en gousses et des poids de
100 g moyennement bons et parmi elles, 73-33 présente les meilleures performances pour ces
caractères.
LE:S teneurs en huile et en aflatoxine des variétés apparaissent également comme des
caractéristiques technologiques essentielles pour l’utilisation en huilerie ainsi que pour la
consommation humaine.
Les variétés riches en huile sont destinées de préférence à l’huilerie ; l’industrie d’arachide
bouche privilégiant celles dotées d’une teneur en huile faible à moyenne. En revanche, la
présence d’aflatoxines constitue un réel handicap même si l’huilerie sénégalaise dispose d’une
installation de détoxication des tourteaux d’arachides ; le coût du traitement étant non
négligeable.
68
Parmi les variétés tolérantes identifiées dans cette étude, 73-33 présente la plus forte teneur en
huile d’où son utilisation massive a cette fin au Sénégal.
-
Les teneurs en aflatoxines des variétés sont relativement faibles ; elles traduisent, en partie le
bon respect des normes de production visant la prévention de la contamination au champ. Ces
résultats indiquent qu’il est effectivement possible d’envisager la relance de la culture de
l’arachide pour l’exportation dès lors que les taux de contamination observés sont parfois
même inférieurs aux normes édictées par le marché international.
-
-
-
.-
6 9
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
La présente étude a permis de contribuer à la mise au point d’une méthode originale de
caractérisation des génotypes d’arachides vis à vis de la contamination par A. jZavw,
champignon générateur d’aflatoxines. Elle prolonge et enrichit les études antérieures dans ce
domaine. L’utilisation combinée de cette méthode avec celle, plus classique, mettant en œuvre
la ruche banale d’A. jZrv~~ permet de se faire une idée plus nette de la sensibilité ou de la
tolkrance du matériel végétal mis en test.
Elle ouvre de réelles perspectives dans l’effort d’identification de variétés tolérantes à
A. jkww, composante essentielle de la stratégie de la prévention contre la pollution des
produits arachidiers. Son utilisation exclusive pour le criblage des variétés singulièrement
dams le domaine de la sélection variétale où le matériel végétal n’est généralement disponible
qu’en faible quantité est envisageable moyennant quelques études complémentaires. Celles-ci
devront notamment viser à substituer la méthode visuelle d’estimation de l’extension de la
couleur orange caractéristique de l’acide norsolorinique par une technique quantitative et
prkcise, basée sur l’extraction et le dosage de l’acide norsolorinique. Elles devront également
-
déterminer la dynamique de synthèse de l’acide norsolorinique en fonction de l’âge du
matériel végétal mis en test car il semble y avoir une variabilité liée à ce paramètre.
Aux fins d’une caractérisation plus complète des variétés vis-à-vis de la colonisation par
-
A. jkzws et de la production d’aflatoxine, il apparaît essentiel, à partir d’un matériel végétal
homogène, d’envisager une étude mettant en œuvre d’une part, le test de contamination
artificielle par une souche banale aflatoxinogène et la détermination de la quantité
d’aflatoxines produites et, d’autre part, le test de contamination artificielle par une souche
mutante et la détermination de la quantité d’acide norsolorinique synthétisée. Le
rapprochement entre ces 2 tests permettrait ainsi d’établir une relation directe entre ces 2
composés et de mieux renseigner sur leur degré d’interchangeabilité.
Les résultats obtenus de ces études devront ensuite être mis en rapport avec les données
obtenues en milieu réel pour tenir compte des interactions génotype x environnement.
En définitive, l’amélioration de la technique d’utilisation de la souche mutante pourrait fournir
un outil d’évaluation précieux aux sélectionneurs désireux d’analyser, dans un délai
.-
70
relativement court et à moindre coût, les niveaux de tolérance des descendances de
croisements vis-à-vis de la contamination par A. $~VUS.
Il r,este h espérer que les résultats obtenus dans cette étude pourront aider à orienter les
trah’aux futurs dans l’effort de recherche de variétés résistantes à A. fiuvus.
-
-
-
----
-..- ._... ._.-
--
E
1-
8
a
.-
-
Annexe 2 : Milieux de culture
iT--ll
Annexe 2a
-
200 g Pomme de terre
1.5 g Dextrose (D. Glucose)
200 g Agar.
Dissoudre dans de l’eau distillée et porter le volume final à 1 1.
Stkiaiser à l’autoclave pendant 20 à 30 mn.
il1
Annexe 2b
- Préparer une solution de sulfate de streptomycine à la concentration de 1 % (P/V) dans de
l’eau distillée stérile.
Peser successivement :
0,5 g de Mg SO4 - 7 Hz0
0,5 g de peptone
0,s g Yeast extract
0,5 g KH-Lpo4
0,s g K2mo4
O,O2 g rose bengale
10,O g Dextrose (D-glucose)
17,O g Agar
Dissoudre l‘ensemble de ces composants dans de l’eau distillée porter le volume final à ‘1 1.
Stériliser à l’autoclave pendant 20 à 30 mn.
MB
- : Lu solution de streptomycine est ajoutée à raison de 3
-
Mlitre de milieu après
autioclavage.
Annexe 3 : Détermination du niveau d’infestation d’un SOI par A. j2hw
-
-.
Determination du niveau d’infestation d’un sol par AqmgilZusJlavus
-
-
Préparer un échantillon de 10 g de sol finement moulu et préalablement tamisé (4 des
mailles)
-
Introduire l’échantillon dans un tube à essai contenant 25 ml d’une solution d’eau
distillée et de Tween 80 à 0,05 % ‘/v (0,5 ml de Tween dans 1 litre d’eau distillée).
-
-
Homogénéiser la suspension ainsi obtenue (suspension-mère) par agitation au moyen
d’un agitateur Vortex.
.
Porter le volume de la suspension à 50 ml par ajout de la même solution.
-
Homogénéiser à nouveau la suspension par agitation, prélever 5 ml (de la suspension-
mère) et les transférer dans un deuxième tube à essai contenant 25 ml de solution eau-
Tween. Compléter le volume à 50 ml à l’aide de la même solution. (Dilution l/lO”).
-
Procéder de la même manière pour la préparation des dilutions l/lOO” et I/l 000”.
- Prélever, à partir de chaque tube, après homogénéisation du mélange, 1 ml de
suspension et l’introduire dans une boîte de Pétri contenant le milieu Agar-Rose
bengale. Ce transfert doit se faire à côté d’un bec bunsen ou sous hotte en vue d’éviter
-
la contamination du milieu par les spores aériennes. Après fermeture de la boîte,
remuer doucement celle-ci par un léger mouvement giratoire pour obtenir un
--
étalement uniforme de la suspension dans la boîte.
-
Après une semaine d’incubation, dénombrer les colonies de A. faavus dans chaque
boîte.
_-
-
Le calcul du nombre de colonies d’A , flavus par gramme de sol s’effectue ainsi qu’il
suit pour chaque dilution.
-
- Suspension-mère :
Nombre de colonies par gramme de sol =
A.10’
2
.---- -.-- II-
mi.-@
Dilution l/lO”
3
i-.
Nombre de colonies par gramme de sol =
x.102
2
- Dilution 11100”
Nombre de colonies par gramme de sol =
Y. 103
2
- Dilution l/iOOO”
Nombre de colonies par gramme de sol =
z.104
2
,-
Nombre de spores par gramme de sol =
_ A.10’ +X.102 + Y.PO3 +Z.104
_
2
A, X, Y, Z représentent le nombre de colonies d’A. .J%WUY dénombrkes pour les dilutions
correspondantes.
Annexe 4 : Humidité des graines à la récolte des plants
HUMIDITÉ %
JAR
-
i5-437
34,4
CGV 87084
3 8
CGV 87110
35,7
:CGV 87779
38,8
CGV 878 15
34
:CGV 87821
38,l
[CGV 87836
38,8
[CGV 87845
45,l
[CGV 88262
37,7
[CGV 88274
32,4
[CGV 89063
33,4
ICGV89065
43,7
ICGV 89112
42,2
ICGV 89283
43,3
Jll
41,6
,-
GH 119-20
31,3
Fleur 11
35,2
GC8-35
32,9
73 - 33
- 29,9
- -
c . .
Moyenne
3 5 , 3 2
-
- -
.-
__..
-.
a-
..
“-ru
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