REPUBLIQUE DU SENEGAL UNITE REGIONALE DE ...
REPUBLIQUE DU SENEGAL
UNITE REGIONALE DE
-------“s-w
RECHERCHES CENTRE NORD
MINISTERE DE L’AGRICULTURE
BASSIN ARACHIDIER
~~~~~~~~~~~
INSTITUT SENEGALAIS DE
RECHERCHES AGRICOLES
(I.S.R.A.)
l
RAPP ORT DE STAGE
METHODOLOGIE D’ RECHERCHE SUR LE STRIGA
1 OCTOBRE 1996
WASIP (Mali)
Octobre 1996
- .~_.
--
-..-. -_
m
.-* : Zone sud-soudanienne
. .
cil
:.fxX Zone nord-soudanienne
l!aEl Zone sahélienne
Ezl
;?;Q’ Zone sud-saharienne
-
REGION, CLlMATIQ,UES
(Carte extraite des atlas k E Afrique - Iles hditions ja.
REMERCIEMENTS
Je tiens à exprimer ici ma reconnai i sance et mes sincères remerciements à
- Mon Chef de service, Moctar Wade qui a eu l’idée de me proposer à ce stage
- A mon Chef d’Unité, Monsieur Do ‘o SECK, qui n’a pas ménagé ses efforts pour me
q
faire participer à ce stage dans le ~
meilleures conditions ;
“I
- Au Directeur général et au Directe r Scientifiique de I’ISRA et au Responsable du
u
,Stage de I’ICRISAT-WASIP-Mali qlui ont bien1 voulu accepter ma candidature.
- Enfin, mes remerciements vont à t0us ceux qui, de près ou de loin, ont contribué
au bon déroulement de ce stage ~
1
-,--- -.-
-mm.
- - l - - L -
-
-
INT ODUCTION
Rl-
Du 30 Septemnre au 11 Octobre 1&6, j’ai eu l’opportunité d’effectuer à I’ICRISAT
Wasip-Mali un stage dont le thèm était : La Méthodologie de Recherche sur le
t
Striga”. II était destiné aux ressortissants des pays francophones travaillant sur les
plantes parasites.
l
l
Seize (16) participants venus dei dix (10) pays (Bénin, Burkina Faso, Guinée
Conakry, Madagascar, Mali, Côte-d,lvoire,
I
Niger, Sénégal, Tchad, Togo) ont assisté
à ce stage.
Les cours théoriques étaient com Iétés par Ides séances de travaux pratiques au
P
laboratoire et sur le terrain.
~
Une visite des essais Striga du
National a été effectuée à la Station
Cinzana situéeà 280 km à l’Est de
2
1- IDENTIFICATION DE QUELQUE$ PLANTE:S PARASITES.
Les plantes parasites appartienn nt presque exclusivement à la classe des
4
Dicotylédones. Cette classe compte neuf (9)1 ordres qui possèdent des espèces
parasites. Actuellement, on compte là travers le monde, 18 familles, 140 genres et
3000 espèces de phanérogames pa dasites.
En Afrique, seules cinq familles ~
de phanerogames parasites présentent une
importance économique : la famille des scrofulariacées, des Lauracées, des
orobanchacées, des laurantacées t des cuscutacées. Parmi ces 5 familles, celle
des Scrofulariacées est la plus con ue. On y dénombre 16 genres renfermant 500
B
espèces parasites (Ozenda et Cap port, 1979) mais seuls trois genres possèdent
des espèces nuisibles aux cultures vivrières, en Afrique. II s’agit des genres
Buchnéra, Alectra et Striqa. Ce
d e n i e r g e n r e e s t l e p l u s c o n n u d e l a f a m i l l e d e s
Scrofulariacées dont les espéces
F
SO t généralement :
- des hémiparasites (moitié parasite) obligatoires, épirhizoides (se fixent sur les
racines de l’hôte) et annuelles.
~
- des holoparasites (parasite total) et pérennes.
- des 36 espèces de Strioa qui existent, 5 causent des dégâts considérables en
Afrique (Ramaiah et al,
sont, par ordre approximatif d’importance
géographique en Afrique :
hermonth& (Del) Benth, le Striaa asiatica (L)
forbesi Benth.
II - CYCLE BIOLOGIQUE DU STRI$A
Les cycles de vie et les signes
u parasitisme du Striga sont assez similaires,
quelques légères différences ;
l’indique le cycle de vie général du Strioa
(Fig. N”I), les graines sont la
le source d’inoculum. Elles sont produites en
abondance (environ 10.000 à
(Pieterse and Pesch, 1983) et pèsent
10” chacun, avec 200 microns de lbrge et 300 microns de long.
Après la dissémination, les graines ~
restent dormantes pendant plusieurs mois, elles
ne germent pas même
de glermination sont idéales. Cette période
appelée after-ripening (
pourrait être une adaptation évolutive pour
éviter la germination
pluies de la saison, quand il n’existe plus
la possibilité de boucler son cycle apnt la fin des pluies.
- Après cette période, la graine
e germera que dans les conditions favorables
d’humidité et de température ( umidité d’imbibition adéquate de la graine et
température entre 20 et 33 “C : ”
p ase de gonditionnement ou préconditionnement
et seulement avec la présence d’un stimulant de germination généralement exsudé
des racines des plantes hotes.
~
- Une exposition à l’humidité en combinaison avec une température au-dessus de 20
“C pendant une semaine ou plus est une exigence de préoermination. Cette
exigence est probablement une adaptation de survie qui empêche à la graine de
Dormante
WI)
(post-maturation)
-LlYz
Reproduction
distribution
racinai
Parasitisme
effets toxiques? r
compétition pour eau
1%
et éléments nutritifs
Ir
Dk
-
.--
--vx-
germer au moment des premières pl’ ies encore irrégulières, avant l’installation de la
saison. A ce stade, les
u
systèmes’ racinaire s des plantes-hôtes ne seraient pas
suffisamment développés pour
à coup sûr la fixation du Striaa. L’autre
exigenca est un signal d’un
de germination provenant de la
racine d’une plante-hôte approprié
Une fois’ stimulée, la racine de la plantule du
m
Striaaa
i
s
v
e
r
ne pousse pas dans
s
l
a
s
o
u
r
c
e
d
u
stimulant, c’est à dire que sa croi
et ceci augmente la
probabilité de rencontre avec
Après la germination, une série d signaux chimiques oriente la radicule vers la
racine-hôte où elle se fixe et pén tre. Alors, une structure d’alimentation interne
v
(Haustorium) se met en place et lez parasite É:tablit des connections avec le xylem-
hôte. Le résultat de la photosynthèsp de la plante-hôte est détourné vers le parasite
qui se développe tout en utilisant lez système racinaire de l’hôte pour le prélèvement
de l’eau et des éléments minérau 1. Les symptômes initiaux apparaissent pendant
que le parasite est encore sous terr5 .
Pendant que la plante-hôte poursuit/ sa maturation, le parasite émerge et commence
à produire de la chlorophylle et à fai~re de la photosynthèse.
Après l’émergence, le développem nt des syrnptômes s’intensifie et la reproduction
des parasites peut commencer.
es modes de reproduction varient selon que
l’espèce est autogame ou allog me. Après la reproduction, les graines sont
disséminées et le cycle
i
recommenc .
Le succès relatif de chaque
du cycle de vie conditionne le volume de
production de graines. A
il existe potentiellement une possibilité de
contrôle.
Ill - PRECAUTIONS PHYTOSANIT&RES (Cas du Striga hermonthica)
L’espace géographique du S. hermonthica est extensive et les conditions du milieu
pour sa croissance et son développ ment ne sont pas très restrictives (il semble que
e
la zone forestière humide lui est nuisible).
Les expériences sur S.
dans la zone géographique où il est
naturellement abondant
n’imposent pas de quarantaine, mais des
précautions de base
éviter la dissémination dans les champs
voisins. Entourer la
de 10 m composée d’une culture
sensible comme le maïs ou 14 sorgho. Cette barrière doit être contrôlée
régulièrement et tout plant de
s’y troluvant doit être détruit. II est prudent
d’implanter une deuxième
2-3 m, composée d’une culture piège comme
le coton. Ces cultures
germination suicidaire du Striaa sans être
attaquées. Faire des tours frébuents en dehors de l‘essai pour détecter
d’éventuelles plantes de Stricla et IE/s détruire.
_Propreté du matériel
Le vent et l’eau servent à pro$ager le Strioa. L’homme contribue aussi au
mouvement du sol infesté, des fouflrages contaminés. A cause de la petite taille des
graines, la contamination des ser-t$ences par le Strina est très facile. II faut donc
4
veiller à ce que le matériel à semer soit exempt de Strioa. Le moyen le plus simple
est d’éviter la contamination au mo ent de la récolte et du battage. Si un champ est
infecté, ne pas poser les produits d la récolte par terre, mais les transporter dans
une zone exempte pour le séchage
En cas d’incertitude, vérifier la probenance dlu matériel à semer. Si les semences
viennent d’une zone non infestée p r Striqa, elles sont exemptes. Mais elles doivent
a
être désinfectées au cas contraire. ILe moyen le plus simple d’y parvenir est de les
laver pendant 10 minutes sur une t ile solide ou un sac à mailles et de les sécher à
nouveau par la suite. Le fait de lav r et de &Cher ne nuit pas aux semences, si le
séchage s’effectue promptement. ~
II faut aussi éviter la divagation de animaux ruminants entre les zones infestées et
non-infestées. Assurer également ue les outils utilisés pour le semis proviennent
de régions exemptes de Striaa.
IV - COLLECTE ET PRESERVATIGN DES GRAINES DE STRIGA
Pour mener des recherches sur le ~Striga, il faut une quantité adéquate de graines
viables et aptes à germer. Pour une expérimentation au champ, des quantités de
graines appréciables doivent être récoltées. Du fait que le Strioa présente
différentes tendances selon la plante-hôte, stocker séparément les graines
collectees sur différents sites et Il,ôtes dans des récipients avec des étiquettes
comportant le site, l’hôte et la date de collecite. Pour le Striga hermonthica qui est
allogame, une zone de collecte de~29-50 km de diamètre, pourrait représenter une
population.
(
Procédures de récolte des oraines
Une fois qu’un endroit fortement ‘nfesté est identifié, récolter seulement les épis
floraux du plant de Strioa. Ceci
e t d e m i per,
n i m i
In s e r l e b a t t a g e p l u s t a r d .
Eviter les épis avec des capsules! larges et enflées. Ils contiennent des larves de
charançon (Smicronyx Spp) et leurs graines ne sont pas saines
Pour les travaux de laboratoire qu’ ne nécessitent pas une quantité importante, les
graines peuvent être récoltées direttement au champ.
La procédure consiste à couper à ~la base les épis floraux qui portent des capsules
éclatées et à les agiter dans le sachet de récolte en les retournant (les graines
restent dans les capsules
tant que celles-ci
ne s’ouvrent pas
compliètement ou tant que la
n’est pas agitée). La procédure est
lente mais les graines obtenues
près nettoyage comportent très peu de débris
végétaux et de graines
ou retourner l’épi récolte avant son
arrivée dans le sachet.
Pour la récolte d’une quantité importante de graines (infestation de champ ou en
serre), la procédure consiste à éliminer d’abord l’extrémité de l’épi qui porte des
fleurs et des capsules immatures et de le couper ensuite à la base. Eviter les épis
qui ont leurs capsules complètement ouvet3e.s car elles ont perdu la plupart de leurs
graines
.- .-
-1
-
m-
--
Séchage. Nettovaoe et Stockboe des graines
Après récolte, mettre les sachets à~ sécher au soleil, pendant 1 ou 2 semaines en
prenant garde de les retourner asse/z fréquemment pour un séchage complet.
Après 43 heures, tapoter Iégèrem
récipient qui s’y prête. Les
puis 150 mic’rons ce qui
qualité, proche de celles récoltées
Un deuxième battage a lieu une se aine apres le premier et de la même manière ;
ce qui donne des graines égale kent de bonne qualité. Les débris du battage
précédent sont écrasés avec les m
et criblés à travers des tamis de 250 et 150
microns. Les graine de ce troisiè e battage ont une proportion assez élevée en
debris, sable et en graines
mais elles peuvent servir à infester les
champs ou les pots en serre.
este des débris peut être brûlé ou enterré car
contenant encore des graines.
Les graines peuvent être stocker dans des sacs en plastique, à la température
ambiante d’une salle dépourvue d’hbmidité.
Vérifier périodiquement s’il n’y a p
de dégats, de champignons ou d’insectes. En
cas de dégâts, tamiser et sécher à
v - INFESTATI~N ARTIFICIELLE *AR LE STRIGA
Une des plus importantes sources e variabilité dans les expériences avec le Striga
est la variation du niveau de I’infe tation à l’intérieur du champ (nombre de graines
dans le sol).
4
Pour réduire la variabilité liée au niveau de I’infestation ou pour travailler dans une
zone non infestée ou en pot, on eut avoir recours à I’infestation artificielle. Les
graines utilisées pour une
P
infestat on artificielle doivent être des graines ayant au
moins 4 mois d’âge et recueillies
le même site, la même plante-hôte, la même
année et être uniformément conditi
Un des avantages de I’infestation artificielle est la possibilité d’avoir des parcelles
infestées et non infestées (ou pots côte à côte. Ceci permet l’évaluation des pertes
de rendement et l’observation 1
dI différences de croissance de la plante-hôte
imputables au Strioa.
L’infestation artificielle ne peut se faire qu’en milieu contrôlé.
VI - EXTRACTION DES GRAINES IDE STRIGA
Sous conditions d’infestation natur Ile en champ paysan, il est souhaitable de savoir
quel est le niveau d’infestation dar?s les parcelles. En disposant des taux de graines
avant le semis par extraction, on peut ajuster la notation de Strioa comme élément
6
On peut utiliser à cette même fin, la
-Echantillonnaoe : La première ch
d’obtenir le nombre précis de
graines de Strioa dans le sol est de
d
e
l
a
zone des parcelles/traitements.
d’y parvenir est de prendre un
grand nombre de petits
à travers toute la zone et de les réunir pour
extraire les graines. Un
en zig-zag à travers la parcelle et à
une profondeur de 15cm peut aide
utiliser une sonde pour
Une fois les échantillons Prélevé(s, mélanger soigneusement les sols et faire
l’extraction des graines par “l’expression graviimétriques”.
L’expression volumétrique est plus imple mais moins précise.
L’expression gravimétrique donne I teneur en1 graines par grammes de sol sec.
- Tamisage : La prochaine étape est de séparer effectivement les graines du sable.
Ceci se fait par séquences,
en séparant au tamis les particules de même
dimension que les graines
des particules plus grandes ou plus petites.
Effectuer une série de
des tamis de 250, 212 et 90 microns. A partir
du tamis de 250
sur écran grossier pour retirer les plus
grosses particules.
Nb. Un échantillon ne doit pas dépasser 200 g de sable. La quantité totale doit être
divisée en échantillons de 200 g.
-Lavage : Placer les résultats des Lamisages sous robinet et laver les particules à
plusieurs reprises à travers les tam s jusqu’à ce que le sol de chacun des tamis soit
bien lavé. En général il faut laver CIIaque tamis pendant 5 minutes. Ainsi toutes les
particules de même dimension que les graines de Strioa seront retenues sur le tamis
de 90 microns.
-Séparation : Après la séparation des particules de différentes dimensions par
tamisage, celle de même dimension que les graines de Striaa peuvent être séparées
selon le poids pour mieux réduire lb quantité de débris dans l’échantillon et faciliter
le comptage. On peut le faire par le biais de la gravité spécifique à travers un
entonnoir de séparation à I’aide~ d’une solution de densité spécifique 1,4 de
carbonate de potassium. Si pour cette opération le matériel fait défaut, la séparation
par flotaison sur une solution de saccharose constitue une alternative.
-Comptage : L’échantillon recueilli en fin de séparation est placé sous binoculaire et
à l’aide d’un forceps à bouts fins, on ramasse et rassemble les graines sur un côte
de papier filtre et on procède au comptage.
VII - TECHNIQUES IN VITRO
)
Les méthodes in vitro sont un aspect important de la recherche sur le Striaa. Elles
nous permettent d’observer les processus individuels de germination de la graine de
Stricia, de formation de radicules, d e fix.ation de pénétration, de production
7
d’haustorium et d’établissement
e la mptabiiité (OKONKWO 1 9 8 7 ) . E l l e s
permettent aussi de cribler
s-hôtes pour la résistance à l’établissement du
Striga à chacune des étapes
1991). Elles permettent
enfin de cribler les plantes
chimiques pour leur capacité à
stimuler la germination et à
des traitements de lutte (Parker et ai
1977 ; Vasudeva Rao, 1985).
Comme ces techniques ne
d’espace et prennent peu de
temps au laboratoire,
peuvent être obtenus rapidement. En
plus le criblage en laboratoire
met d’évaluer plus de matériels que dans un
espace aux champs. Le criblage e laboratoire contribue de beaucoup à réduire la
quantité de matériel destinée au cri lage avancé aux champs.
- On procède d’abord au
destiné à détecter la
de Striga est en vie.
germination car même les
Le comptage de graines viables o non viables pourrait servir dans d’éventuelles
études sur la dormante des graine de Striera.
- Production de stimulant de gerr#nation
Le procédé le plus simple pour p oduire de I’exsudat racinaire est de cultiver les
plantes en système de double
Pour cela il faut deux pots fuselés de même
dimension. Le pot supérieur a I
nd muni de petits trous et est adapté au pot
inférieur non perforé. Le pot su
ieur est ensuite rempli de sable où est semé
quelques graines de la plante ch
L’eau filtrera à travers le sable et les trous du
pot supérieur pour se rassembler
fond du 2ème pot. Après avair laissé pousser
les plantules pendant 7-14 jour
n jette l’eau du pot inférieur et on rempli à
nouveau le pot supérieur avec 25
d’eau que l’on recueille après au pot inférieur.
L’ex sudat racinaire ainsi obtenu
à stimuler la germination de la graine de Striaa
et peut être conservé au réfrig
teur. En plus de cet exsudât racinaire, des
stimulants de germination comm
e GR 24 peuvent être utilisés comme témoins
puisque toute graine de Striga
onditionnée doit être stimulée à germer avec
ces composants.
- Nettoyage, conditionnement et ermination
b
Autant les graines de Striga ré oltées ne peuvent germer sans un stimulant
chimique, autant elles ne peuvent germer sans être conditionnées c’est-à-dire sans
qu’on ne mette fin à leur dorman e qui dure en principe 4 à 6 mois. Après cette
période, il faut 7 à 21 jours d’humi ité pour préconditionner les graines afin qu’elles
puissent réagir au stimulant de ge 0mination.
----
--_I-
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---.
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--.
_
Pour ce faire, on nettoie (ou désinfecte) les graines de Strioa avec une solution à 1
% d’eau de Javel pour éliminer les microbes contaminants. Une solution de
sporicidin conduit également à un bon nettoyage.
Après nettoyage, on transfert les graines dans des Erlen meyers de 50 ml en y
ajoutant 2 ml de solution Benomyl + 13 ml d’eau distillée, puis on les place dans un
incubateur à 28°C pendant 2 à 3 jours.
Au 3ème jour on retire les erlen meyers et on transfert les graines de Striga dans
d’autres Erlenmeyers stérilisés en y ajoutant encore une solution de Benomyl à
0,001 % (15 ml) et on les incube à nouveau 2 à 3 semaines après, les graines sont
conditionnées.
Le test de germination comprend 2 n/veaux :
1/- Pour faire la sélection des plantes-hôtes à faible production de stimulant ; ce ci
permet d’évaluer la capacité des cultures et cultivars à stimuler la germination des
graines de Strioa.
On utilisera la méthode TEST AGAR,Gel. On mesure la distance la plus éloignée du
grain de Striaa qui a germé par rapport à la racine de l’hôte ; si elle est éloignée (10
mm environ) c’est que la plante est sensible. On appelle cette observation :
Germination à distance et on l’effectue après 3 jours d’incubation). Une deuxième
observation a lieu à GD5
-
-
Si la distance des graines de Striga germées et la racine hôte est comprise entre O-2
mm on dit que la plante est à peu pres résistant.e.
2/- Le deuxième niveau consiste 8 sélectionner des plantes non-hôtes à forte
production de stimulants : on les appelle cultures-pièges. Ce sont généralement des
légumineuses employées en culture de rotation. Pour cela on utilise la technique
dite de la bague :
A l’intérieur d’une bague en feuille d’aluminium de 2 cm de diamètre et 1,5 cm de
haut on met 1 g de racines de plante ,non hôte, on place cette bague au centre d’une
boîte à pétrie dont le fond est couvert d’un papier filtre imbibé d’eau stérilisée. A
partir de cette bague on dispose en rayons des rondelles de filtre en fibre de verre
sur lesquelles sont étalées les graines de Strioa préconditionnées en nombre connu.
On humecte les racines avec 0,3 ml d’eau distillée et on place les boites dans un
incubateur à 28-30 “C pendant 24 heures. Apres quoi, on fait la lecture en comptant
le nombre de graines germées sur chaque rondelle dont la distance par rapport à la
bague est connue.
VIII - TECHNIQUES IN VIVO
Différents essais sur le Strioa peuvent être menés in vivo : criblage pour la
résistance variétale, essais de conditionnement, relations nutritionnelles entre la
plante hôte et le parasite, les effets des herbicides stimulants de germination etc...
Un des avantages des essais en pots c’est qu’ils peuvent être menés tout au long de
l’année, alors que les expériences aux champs ne peuvent avoir qu’un cycle par an.
9
l/- Essais en pots : Les pots bien préparés sont infestés par une quantité de graines
de Striqa viables bien connue. On entame le conditionnement de 7 jours en arrosant
les pots avec précaution et de façon à ne pas faire déborder l’eau des pots. Au bout
de 4 jours, on arrose une deuxième fois. Au 8(ème jour de I’infestation, on sème les
graines de la plante-hôte. Incorporer l’engrais puis faire un arrosage tous les 2 jours.
Au bout de 6 semaines, on compte le nombre de Striaa émergés et le nombre de
Striga fixés aux racines de l’hôte en submergeant le contenu du pot (plante+sable)
dans des seaux d’eau pour enlever la terre. L.a somme des deux donne le nombre
total de Striga fixés.
Nous pouvons également utiliser des sachets d’Eplée. Ces sachets sont en tissu
poreux de 90 microns ; on les rempli de graines de Strioa et on les introduit dans le
sol en pot ou aux champs. On les déterre en temps voulu pour faire le comptage de
graines de Striga germées. Cette possibilité dl’observer les graines sous conditions
naturelles de germination est un des principaux avantages des sachets d’Eplée par
rapport à l’extraction directe des graines du sol.
Quantification du Striga à différents stades de son cycle de vie
Pour quantifier les effets des méthodes de lutte prometteuses, les chercheurs
veulent évaluer les stades les plus affectés. Les stades d’intérêt sont : la dormante,
la post-maturation, le préconditionnement, la dormante secondaire, la germination,
la fixation, la croissance souterraine, l’émergence, la floraison et la maturité.
Stade au dessus du sol (Nbre de Strioa Emergés)
Le moyen le plus simple d’obtenir une mesure relative du nombre de Striqa
émergés, de floraison et de maturité est de faire un comptage unique à la période de
pointe de chaque stade.
Stade souterrain : Les stades sous le sol sont aussi très importants : la dormante, la
post maturation, le préconditionnement, la germination et la fixation. II serait
souhaitable d’évaluer la mortalité sous le sol, puisque beaucoup de traitements
visent à I’accroitre.
L’approche la plus pratique consiste à évaluer annuellement le changement dans le
nombre de graines par unité volumique du sol. On peut le faire en opérant des
extractions de graines du sol au moment du semis, pendant 3 à 5 ans. On soustrait
la quantité de graines relevée dans la zone échantillonnée l’année précédente du
comptage pour séparer les effets des traiternents sur la production de graine de
ceux sur le stock de graines du sol. Ces donnees montreront le taux comparatif de la
diminutïon du stock des graines au fil des ans, même si elles n’indiquent pas les
stades de croissance spécifique affectés.
Mesures de la vigueur : Puisque la vigueur du Strioa influence et sa mortalité et sa
capacité de produire des graines, on s’intéresse à mesurer la vigueur de la plante à
différents stades, pour noter comment elle est affectée par divers traitements. Elle
concerne la biomasse et la hauteur. Le Strioa récolté est séché, pesé, au stade
souhaité : (souvent 10 semaines après semis de l’hôte). La hauteur combinée au
10
nombre de ramification peut être un indicateur intéressant de la vigueur. La notation
de la figure (2) est proposée.
Les composantes de Rendement du Strim
La production annuelle de graines est le facteur qui maintient et augmente les
infestations par Strioa. Cette production est influencée par les conditions du milieu
ainsi que les traitements expérimentaux qui affectent la vigueur de la plante. On
définit les composantes du rendement comme le nombre de plants par unité de
surface, le nombre de capsules par plant et le nombre de graines par capsule.
Mesure des composantes du rendement du Strioa
Faire des visites répétées (tous les 3 jours) sur la zone d‘échantillonnage, récolter
les plants à maturité, les compter pour enregistrer le nombre ; faire de même pour
les capsules de chaque plant. Puis mettre l’échantillon dans un sac plastique,
étiqueter avec le numéro de la parcelle puis garder l’échantillon dans un endroit
protégé du champ. Répéter l’opération jusqu’à la récolte de tous les Strioa. Après
séchage complet, battre et séparer proprement les débris des graines en tamisant.
Peser (en gramme) les graines propres, évaluer le nombre de graines dans chaque
échantillon, diviser le nombre total de plants matures au cours de la saison (faire la
somme des données) par la superficie de collecte pour avoir le nombre de plants
matures/m2.
Diviser le nombre total de capsules par le nombre total de plants matures pour avoir
le nombre de capsules/plant. Diviser le nombre de graines par le nombre de
capsules pour avoir le nombre de graineskapsule.
Dégâts causés par les ravaoeurs/malac@
On peut évaluer les dégâts en fonction du nolmbre de plants atteints. Pour avoir des
données sur la sévérité, il faut compter le nombre de capsules attaquées sur les
plants matures - Compter également le nombre total de capsules (endommagées ou
non ) pour pouvoir estimer le pourcentage de dégâts causés.
Le comptage des dégâts doit se faire en même temps que celui des plants, à chaque
visite aux champs.
X - EXPERIMENTATION AGRONOMIQUE
On recherche des techniques de gestion des cultures qui puissent réduire le nombre
de Strioa et soulager de ce stress. Une des principales préoccupations c’est que ces
techniques soient applicables par les paysans. La réduction du nombre de plants
exige une approche à 3 niveaux.
l”/- Arrêter le flux des graines de Striga en provenance d’autres zones. Le premier
pas vers une réduction des dégâts du Strioa est d’éviter des mouvements
supplémentaires des parasites vers des champs. Ceci implique une restriction du
mouvement des animaux des zones infestées vers les zones exemptées ou celles
sous contrôles. II faudrait aussi utiliser des semences non contaminées.
11
Notation de la vigueur du Sfriga
OI
pas de plants de Mga émergées
1 =:
hauteur moyenne du Sfrjga I 5 cm, sans branches
2 =:
hauteur moyenne 6-20 cm, sans branches
3 =:
hauteur moyenne 6-20 cm, avec des branches
4 =:
hauteur moyenne 21-30 cm, I5 branches
5 =:
hauteur moyenne 21-30 cm, > 5 branches
6 ???
hauteur moyenne 31-40 cm, I 10 branches
7 2:
hauteur moyenne 31-40 cm, > 10 branches
81
hauteur moyenne >40 cm, avec I II 0 branches
gz
hauteur moyenne >40 cm, avec > ‘I 0 branches
Nb: la note doit être indépendante du nombre de plants de Sfriga.
IX-4
2/- Diminuer la reproduction en tuant les plants avant qu’ils ne soient en mesure de
produire des graines ou en réduisant la fécondité. On peut également augmenter la
mortalité du Striera par l’arrachage manuel, lies herbicides et la lutte biologique
(champignon, bactéries, nématodes, virus). La fécondité est diminuée par l’apport
d’azote, le travail du sol et la résistance de la plante-hôte. Elle peut aussi être
directement affectée par des agents de lutte biologique comme le Smicronyx qui
attaque les capsules.
3/- Réduire le stock de graines dans le sol : Parmi les traitements sophistiqués mais
très efficaces pour réduire le stock de graines, il y a les stimulants de germination
suicidaire particulièrement la fumigation d’éthyllène, le bromure d’éthyl comme agent
de fumigation ; la solarisation du sol (couvrir le sol humide d’une feuille plastique
durant 1 mois en saison sèche pour qu’il chauffe et tue les graines de Striaa.
La culture des faux-hôtes tout comme les cultures-pièges pratiquées pour leurs
graines et leurs fourrages ou parcequ’elles renforcent le sol, provoquent également
une germination suicidaire. Elles sont plus pratiques pour les petits paysans.
Pratiquées sur plusieurs années ou en rotations fréquentes, elles réduisent le stock
des graines.
Inventaire des techniques de lutte et leur période d’application par rapport au cycle
de la culture et du parasite.
- Techniques de lutte préventive : permettent une diminution du stock de graines
dans le sol :
Fumigants, herbicides, solarisation et brûlis ; stimulants synthétiques de la
germination, rotation avec des faux-hôtes (coton, arachide) ou des cultures pièges,
lutte biologique avec les champignons pathogènes du Striga.
- Techniques culturales limitant le développement du parasite : Fumure, densité et
date de semis, irrigation, paillage, choix des semences : non parasitées et variétés
résistantes ou tolérantes, herbicides, lutte biologique.
- Techniques de lutte curatives : Semences traitées, arrachage ou sarclage, lutte
biologique, brûlis.
Toutes ces techniques sont présentées dans la figure no3 en tenant compte de leur
date d’application en fonction du cycle du parasite et de la culture.
SELECTION DE CEREALES POUR LA RESISTANCE AU STRIGA
Définition de la résistance
Une variété performante est dite résistante si elle soutient moins de plants de Striga
émergés et donne en même temps un rendement supérieur au témoin sensible
(DOGGETT, 1988, EJETER et al. 1992). Par contre une’ variété tolérante soutient
bien le même nombre de Striga émergés que le témoin sensible, sans toutefois
montrer une réduction de rendement de grain ou de la productivité générale.
12
brûlis
fumigation
herbicide
herbicide
herbicide
brùlis
parcage
solarisation
lutte biologique
arrachage
arrachage
stimulation de la germination
sarclage
sarclage
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parcage
non labour
jachère
herbicide
irrigation
maîtrise du ruissellement
forte fumure
semis tardif
forte fumure
semis direct
irrigation
semence certifiée
semence traitée
faux hôte
culture piège
variété r&.istante
herbicide
irrigation
d e n s i t é
4
saison pluvieuse
.*c..-
1
1
Aal?t
I
Septembre
I
1
Octobre
J
u
i
l
l
e
t
Figure. Localisation dans le temps des techniques de lutte en fonctton du déveioppement de ia cuiture ei tiu parasita (cas du Bali)
X-4
Les génotypes hôtes qui ne soutiennent aucun1 plant, ni émergé, ni souterraine, dans
un champ fortement infesté sont appelés immune.
-
-
‘Techniques de criblaoe et critères de sitlection
La disponibilité des techniques de criblage précise et sûres est une condition
préalable par la sélection pour la résistance à n’importe quelle facteur de stress
biotique ou abiotique. (Quelques mécanismes de résistance à héritabilité simple
peuvent être évalués au laboratoire tandis quje la résistance à héritabilité complexe
doit être évaluer au champ ou en pots.
1 - Criblage pour mécanisme de résistance à héritabilit6 simple
Un bio-essai employant I’agar gélosé (Agar Gel Assay) a été développé par Hess et
al en (1992) et fournit une méthode simple polur évaluer des génotypes de céréales
pour production de stimulants.
Des graines de Striga préconditionnées sont placées au font d’une boîte de pétri et
sont dispersées dans de I’agar liquide, la raldicule d’une graine germée de l’hôte
(âgée de 12 heures) est enfoncée dans le rnilieu, la boite de pétri est incubée à
l’obscurité à 28°C ; après trois et cinq jours, la distance entre la racine de l’hôte et la
graine de Striga germée la plus éloignée est mesurée : (distance de germination).
Les entrées avec une distance de germination en moyenne de moins de 10 mm sont
classifiées comme faibles producteurs de stimulant.
2 - Criblage pour la résistance complexe dans des pots ou au champ
Dans les essais en pots, les plantes hôtes sont cultivées dans des pots avec du sol
mélangé avec une quantité connue de graines de Striga. Des pots non-infestés
peuvent être ajoutés comme témoin. Les observations seront les mêmes que celles
qu’on doit faire au champ.
Pour un criblage plus efficace, on peut faire me infestation artificielle des parcelles.
Le site pour I’infestation artificielle avec Striga doit avoir un bon drainage et tenir
compte du relief pour éviter un lessivage des graines en cas de forte pluie. Une
quantité suffisante de graines bien nettoyées (3 à 4 kg/ha) doit être récolté pendant
la campagne précédant l’implantation de l’essai. Pour une bonne uniformité
d’infestation, la parcelle d’expérimentation peut être divisée en sous-parcelles de
même dimension ou en lignes de même longueur. La même quantité de graines de
Strioa doit être pesée, mélangée avec du sable sec et fin et distribuée uniformément
dans chaque sous-parcelle ou sur chaque ligne. Les plants à cribler seront semés
sur les lignes infestées. Le mélange Striga/Sable peut aussi être appliqué dans les
poquets individuels.
Des variétés témoins très sensibles seront iniclues à des’ intervalles régulières pour
voir le niveau d’homogénéité de I’infestation et comparer toutes les observations.
Le dispositif “Echiquier” checkerboard) peut être envisagé : chaque entrée à tester
de l’essai est entourée par le témoin sensible.
1 3
A Samanko, nous avons trouvé qu’une parcelle de 2 lignes de 3 mètres de long est
séparée de la parcelle suivante par une ligne non semée, ce qui donne un bon
compromis. Les observations se font dans les 2 lignes, de chaque entrée et on ne
perd pas de superficie en bordures entre les parcelles. Les effets de voisinage sont
réduits ainsi que l’effet de l’ombrage (néfaste pour le Strioa).
Lutte chimique contre le Striqa
Pour une meilleure efficacité de la lutte chimique, quelques données essentielles
doivent etre maîtrisées :
- Principale période de désherbage
- Stade repère du parasite et de la culture
- Mode d’action des herbicides (action foliaire et action racinaire)
- Réglage du pulvérisateur
- Persistance du produit
- Précaution d’emploi
- Formulation et toxicité et principaux phénomènes de phytotoxicité.
La lutte chimique permet une meilleure organisation du travail car, supprime les
sarclages, détruit les mauvaises herbes dont le Striaa et empêche la production de
nouvelles graines prévenant les infestations futures.
Les principales périodes de désherbage sont :
- traitement de présemis (l’herbicide est appliqué avant le semis de la culture puis
incorporé dans le sol).
- traitement de prélevée est appliqué le plus r*apidement possible après semis, bien
avant l’émergence de la culture
- traitement de post-levée : applicable quand la culture est levée
Mode d’action des herbicides
- herbicide à action foliaire : produit de post-levée, pénètre dans les organes aériens
(Feuilles, Tiges)
- herbicide de contact : n’agit que là ou il est appliqué. II ne se déplace pas dans la
plante
- herbicide à absorption racinaire : produit de prélevée et post-levée. II est presque
exclusivement absorbé par les racines.
Nb. : II n’existe pas de méthodologie chimique pour lutter contre le Strioa mais il
faudra l’incorporer comme composante de la lutte intégrée.
1 4
- .--...
“-I-I
- - -
LUTTE BIOLOGIQUE CONTRE STRIGA HERMONTHICA
Striga Mermonthica, plante parasite des cultures céréalières, cause de sérieuses
pertes de rendement. Un isolat indigène de Fusarium oxysporum supprime
efficacement la croissance du Striga et double presque le rendement du sorgho en
milieu paysan. C’est un agent de lutte biologique potentiellement efficace et pour
Striaa hermonthica.
Préparation de I’isolat : prendre un pied de Striga mort, le découper en petits
morceaux en ayant soin d’enlever les feuilles et les capsules ; le nettoyer dans de
l’alcool à 70°C puis dans de l’eau distillée puis sécher sur papier filtre, on place 3
morceaux par boite de pétri, de façon à former un triangle en enfonçant légèrement
les morceaux dans le milieu de culture préalablement préparé comme suit :
dissoudre 39 g de poudre de pomme de terre d’extrose Agar (PDA) dans 1 litre
d’eau distillée, autoclaver puis verser dans les boites à pétri après refroidissement.
Après la mise en boite de l’échantillon, incuber à 25°C dans un endroit tenu à cette
température. Deux à trois jours après le chamlpignon se développe.
La conservation de I’isolat à long terme (plus de 4 ans) se fait dans un mélange de
poudre d’avoine 1 % et de sol stérilisé. Le mélange poudre d’avoine + sol est
stérilisé 2 fois à 121 “C pendant 17 minutes.
Production de cultures primaires
Le Fusarium oxysporum M12-4A ainsi préservé est utilisé pour inoculer des boites
de pétri de (PDA) en dispersant quelques particules de sol à la surface de I’Agar (2
boites) les boites sont scellées et placées à la lumière à 28°C (2 jours après on
prélève des rondelles de mycélium en marge des colonies obtenues pour les
transférer dans 5 à 6 autres boites de pétri. Ces nouvelles cultures constituent
I’inoculum primaire, une période de 4 à 5 jours suffit pour obtenir de larges colonies.
Production d’inoculum
Le substrat de croissance est formé de tiges de sorgho coupées en morceaux de 1
à 2 cm ou de glumes de sorgho ou de balles de mil. Le tout sera traité, stérilisé et
mis dans des sacs en plastique.
Ces contenants (sacs et tubes cylindriques) refroidis seront inoculés de 6 à 8
rondelles de mycélium prélevées en marge d’inoculum primaire. Une période de 5
jours de croissance à 28°C et un brassage journalier des contenants permettront
d’obtenir une colonisation uniforme de l’ensemble des morceaux de sorgho.
L’inoculum ainsi obtenu peut être incorporé dans le sol après le semis ou 15 jours
après semis (période de germination du Striga).
La lutte intégrée
La lutte intégrée est une combinaison, d’une manière compatible, de plus de deux
méthodes qui sont viables économiquement et qui préserve l’environnement.
15
Tous les participants ont formé deux groupes d’étude pour déterminer des zones
d’intervention, des paquets proposés en matière de lutte intégrée contre le Striga.
Nous avons retenu les critères suivants :
- Densité de population
- Degré d’infestation du Strioa
Ainsi trois (3) zones ont été retenues :
l/- zone d’intensification
2/- zone d’agriculture de subsistance
3/- zone à pluviométrie bimodale
En zone d’intensification
Au togo, Côte-d’Ivoire, Guinée, Burkina, Bénin et Mali, nous proposons
- variétés résistantes, tolérantes et écotypes locaux
- Rotation : Coton, Niébé, Arachide; Maïs, Mil, Sorgho, Riz pluvial, Fonio,
Sésame, Igname et Voandzou
- Jachère
Méthodes culturales : Engrais, Herbicides
- Lutte biologique
En zone d’agriculture de subsistance :
Variétés résistantes, tolérantes et écotypes locaux
- Rotation, cultures associées
Méthodes culturales : Fumure organique, arrachage manuel
- Lutte biologique
Zone à pluviométrie bimodale
-Culture piège à la petite saison
-Variétés résistantes, tolérantes et écotypes locaux
-Rotation, cultures associées
-Méthodes culturales : fumure organique, arrachage manuel
16
,_-_.
---.-.~
-._
--II.
A
CONCLUSION
Malgré sa courte durée, ce stage m’a permis :
- de mieux comprendre l‘importance économique du Striga, son impact (souvent mal
connu) et les mécanismes de dissémination des graines du Striga ;
- de disposer de connaissances théoriques et pratiques pouvant améliorer les
travaux de Recherche (laboratoire, serre, milieu paysan ou milieu réel) à mener sur
les plantes parasites.
17
“_ .--,-_
-Mm-.
--
--_.._ -_.-.__
UNITE REGIONALE DE
-------“s-w
RECHERCHES CENTRE NORD
MINISTERE DE L’AGRICULTURE
BASSIN ARACHIDIER
~~~~~~~~~~~
INSTITUT SENEGALAIS DE
RECHERCHES AGRICOLES
(I.S.R.A.)
l
RAPP ORT DE STAGE
METHODOLOGIE D’ RECHERCHE SUR LE STRIGA
1 OCTOBRE 1996
WASIP (Mali)
Octobre 1996
- .~_.
--
-..-. -_
m
.-* : Zone sud-soudanienne
. .
cil
:.fxX Zone nord-soudanienne
l!aEl Zone sahélienne
Ezl
;?;Q’ Zone sud-saharienne
-
REGION, CLlMATIQ,UES
(Carte extraite des atlas k E Afrique - Iles hditions ja.
REMERCIEMENTS
Je tiens à exprimer ici ma reconnai i sance et mes sincères remerciements à
- Mon Chef de service, Moctar Wade qui a eu l’idée de me proposer à ce stage
- A mon Chef d’Unité, Monsieur Do ‘o SECK, qui n’a pas ménagé ses efforts pour me
q
faire participer à ce stage dans le ~
meilleures conditions ;
“I
- Au Directeur général et au Directe r Scientifiique de I’ISRA et au Responsable du
u
,Stage de I’ICRISAT-WASIP-Mali qlui ont bien1 voulu accepter ma candidature.
- Enfin, mes remerciements vont à t0us ceux qui, de près ou de loin, ont contribué
au bon déroulement de ce stage ~
1
-,--- -.-
-mm.
- - l - - L -
-
-
INT ODUCTION
Rl-
Du 30 Septemnre au 11 Octobre 1&6, j’ai eu l’opportunité d’effectuer à I’ICRISAT
Wasip-Mali un stage dont le thèm était : La Méthodologie de Recherche sur le
t
Striga”. II était destiné aux ressortissants des pays francophones travaillant sur les
plantes parasites.
l
l
Seize (16) participants venus dei dix (10) pays (Bénin, Burkina Faso, Guinée
Conakry, Madagascar, Mali, Côte-d,lvoire,
I
Niger, Sénégal, Tchad, Togo) ont assisté
à ce stage.
Les cours théoriques étaient com Iétés par Ides séances de travaux pratiques au
P
laboratoire et sur le terrain.
~
Une visite des essais Striga du
National a été effectuée à la Station
Cinzana situéeà 280 km à l’Est de
2
1- IDENTIFICATION DE QUELQUE$ PLANTE:S PARASITES.
Les plantes parasites appartienn nt presque exclusivement à la classe des
4
Dicotylédones. Cette classe compte neuf (9)1 ordres qui possèdent des espèces
parasites. Actuellement, on compte là travers le monde, 18 familles, 140 genres et
3000 espèces de phanérogames pa dasites.
En Afrique, seules cinq familles ~
de phanerogames parasites présentent une
importance économique : la famille des scrofulariacées, des Lauracées, des
orobanchacées, des laurantacées t des cuscutacées. Parmi ces 5 familles, celle
des Scrofulariacées est la plus con ue. On y dénombre 16 genres renfermant 500
B
espèces parasites (Ozenda et Cap port, 1979) mais seuls trois genres possèdent
des espèces nuisibles aux cultures vivrières, en Afrique. II s’agit des genres
Buchnéra, Alectra et Striqa. Ce
d e n i e r g e n r e e s t l e p l u s c o n n u d e l a f a m i l l e d e s
Scrofulariacées dont les espéces
F
SO t généralement :
- des hémiparasites (moitié parasite) obligatoires, épirhizoides (se fixent sur les
racines de l’hôte) et annuelles.
~
- des holoparasites (parasite total) et pérennes.
- des 36 espèces de Strioa qui existent, 5 causent des dégâts considérables en
Afrique (Ramaiah et al,
sont, par ordre approximatif d’importance
géographique en Afrique :
hermonth& (Del) Benth, le Striaa asiatica (L)
forbesi Benth.
II - CYCLE BIOLOGIQUE DU STRI$A
Les cycles de vie et les signes
u parasitisme du Striga sont assez similaires,
quelques légères différences ;
l’indique le cycle de vie général du Strioa
(Fig. N”I), les graines sont la
le source d’inoculum. Elles sont produites en
abondance (environ 10.000 à
(Pieterse and Pesch, 1983) et pèsent
10” chacun, avec 200 microns de lbrge et 300 microns de long.
Après la dissémination, les graines ~
restent dormantes pendant plusieurs mois, elles
ne germent pas même
de glermination sont idéales. Cette période
appelée after-ripening (
pourrait être une adaptation évolutive pour
éviter la germination
pluies de la saison, quand il n’existe plus
la possibilité de boucler son cycle apnt la fin des pluies.
- Après cette période, la graine
e germera que dans les conditions favorables
d’humidité et de température ( umidité d’imbibition adéquate de la graine et
température entre 20 et 33 “C : ”
p ase de gonditionnement ou préconditionnement
et seulement avec la présence d’un stimulant de germination généralement exsudé
des racines des plantes hotes.
~
- Une exposition à l’humidité en combinaison avec une température au-dessus de 20
“C pendant une semaine ou plus est une exigence de préoermination. Cette
exigence est probablement une adaptation de survie qui empêche à la graine de
Dormante
WI)
(post-maturation)
-LlYz
Reproduction
distribution
racinai
Parasitisme
effets toxiques? r
compétition pour eau
1%
et éléments nutritifs
Ir
Dk
-
.--
--vx-
germer au moment des premières pl’ ies encore irrégulières, avant l’installation de la
saison. A ce stade, les
u
systèmes’ racinaire s des plantes-hôtes ne seraient pas
suffisamment développés pour
à coup sûr la fixation du Striaa. L’autre
exigenca est un signal d’un
de germination provenant de la
racine d’une plante-hôte approprié
Une fois’ stimulée, la racine de la plantule du
m
Striaaa
i
s
v
e
r
ne pousse pas dans
s
l
a
s
o
u
r
c
e
d
u
stimulant, c’est à dire que sa croi
et ceci augmente la
probabilité de rencontre avec
Après la germination, une série d signaux chimiques oriente la radicule vers la
racine-hôte où elle se fixe et pén tre. Alors, une structure d’alimentation interne
v
(Haustorium) se met en place et lez parasite É:tablit des connections avec le xylem-
hôte. Le résultat de la photosynthèsp de la plante-hôte est détourné vers le parasite
qui se développe tout en utilisant lez système racinaire de l’hôte pour le prélèvement
de l’eau et des éléments minérau 1. Les symptômes initiaux apparaissent pendant
que le parasite est encore sous terr5 .
Pendant que la plante-hôte poursuit/ sa maturation, le parasite émerge et commence
à produire de la chlorophylle et à fai~re de la photosynthèse.
Après l’émergence, le développem nt des syrnptômes s’intensifie et la reproduction
des parasites peut commencer.
es modes de reproduction varient selon que
l’espèce est autogame ou allog me. Après la reproduction, les graines sont
disséminées et le cycle
i
recommenc .
Le succès relatif de chaque
du cycle de vie conditionne le volume de
production de graines. A
il existe potentiellement une possibilité de
contrôle.
Ill - PRECAUTIONS PHYTOSANIT&RES (Cas du Striga hermonthica)
L’espace géographique du S. hermonthica est extensive et les conditions du milieu
pour sa croissance et son développ ment ne sont pas très restrictives (il semble que
e
la zone forestière humide lui est nuisible).
Les expériences sur S.
dans la zone géographique où il est
naturellement abondant
n’imposent pas de quarantaine, mais des
précautions de base
éviter la dissémination dans les champs
voisins. Entourer la
de 10 m composée d’une culture
sensible comme le maïs ou 14 sorgho. Cette barrière doit être contrôlée
régulièrement et tout plant de
s’y troluvant doit être détruit. II est prudent
d’implanter une deuxième
2-3 m, composée d’une culture piège comme
le coton. Ces cultures
germination suicidaire du Striaa sans être
attaquées. Faire des tours frébuents en dehors de l‘essai pour détecter
d’éventuelles plantes de Stricla et IE/s détruire.
_Propreté du matériel
Le vent et l’eau servent à pro$ager le Strioa. L’homme contribue aussi au
mouvement du sol infesté, des fouflrages contaminés. A cause de la petite taille des
graines, la contamination des ser-t$ences par le Strina est très facile. II faut donc
4
veiller à ce que le matériel à semer soit exempt de Strioa. Le moyen le plus simple
est d’éviter la contamination au mo ent de la récolte et du battage. Si un champ est
infecté, ne pas poser les produits d la récolte par terre, mais les transporter dans
une zone exempte pour le séchage
En cas d’incertitude, vérifier la probenance dlu matériel à semer. Si les semences
viennent d’une zone non infestée p r Striqa, elles sont exemptes. Mais elles doivent
a
être désinfectées au cas contraire. ILe moyen le plus simple d’y parvenir est de les
laver pendant 10 minutes sur une t ile solide ou un sac à mailles et de les sécher à
nouveau par la suite. Le fait de lav r et de &Cher ne nuit pas aux semences, si le
séchage s’effectue promptement. ~
II faut aussi éviter la divagation de animaux ruminants entre les zones infestées et
non-infestées. Assurer également ue les outils utilisés pour le semis proviennent
de régions exemptes de Striaa.
IV - COLLECTE ET PRESERVATIGN DES GRAINES DE STRIGA
Pour mener des recherches sur le ~Striga, il faut une quantité adéquate de graines
viables et aptes à germer. Pour une expérimentation au champ, des quantités de
graines appréciables doivent être récoltées. Du fait que le Strioa présente
différentes tendances selon la plante-hôte, stocker séparément les graines
collectees sur différents sites et Il,ôtes dans des récipients avec des étiquettes
comportant le site, l’hôte et la date de collecite. Pour le Striga hermonthica qui est
allogame, une zone de collecte de~29-50 km de diamètre, pourrait représenter une
population.
(
Procédures de récolte des oraines
Une fois qu’un endroit fortement ‘nfesté est identifié, récolter seulement les épis
floraux du plant de Strioa. Ceci
e t d e m i per,
n i m i
In s e r l e b a t t a g e p l u s t a r d .
Eviter les épis avec des capsules! larges et enflées. Ils contiennent des larves de
charançon (Smicronyx Spp) et leurs graines ne sont pas saines
Pour les travaux de laboratoire qu’ ne nécessitent pas une quantité importante, les
graines peuvent être récoltées direttement au champ.
La procédure consiste à couper à ~la base les épis floraux qui portent des capsules
éclatées et à les agiter dans le sachet de récolte en les retournant (les graines
restent dans les capsules
tant que celles-ci
ne s’ouvrent pas
compliètement ou tant que la
n’est pas agitée). La procédure est
lente mais les graines obtenues
près nettoyage comportent très peu de débris
végétaux et de graines
ou retourner l’épi récolte avant son
arrivée dans le sachet.
Pour la récolte d’une quantité importante de graines (infestation de champ ou en
serre), la procédure consiste à éliminer d’abord l’extrémité de l’épi qui porte des
fleurs et des capsules immatures et de le couper ensuite à la base. Eviter les épis
qui ont leurs capsules complètement ouvet3e.s car elles ont perdu la plupart de leurs
graines
.- .-
-1
-
m-
--
Séchage. Nettovaoe et Stockboe des graines
Après récolte, mettre les sachets à~ sécher au soleil, pendant 1 ou 2 semaines en
prenant garde de les retourner asse/z fréquemment pour un séchage complet.
Après 43 heures, tapoter Iégèrem
récipient qui s’y prête. Les
puis 150 mic’rons ce qui
qualité, proche de celles récoltées
Un deuxième battage a lieu une se aine apres le premier et de la même manière ;
ce qui donne des graines égale kent de bonne qualité. Les débris du battage
précédent sont écrasés avec les m
et criblés à travers des tamis de 250 et 150
microns. Les graine de ce troisiè e battage ont une proportion assez élevée en
debris, sable et en graines
mais elles peuvent servir à infester les
champs ou les pots en serre.
este des débris peut être brûlé ou enterré car
contenant encore des graines.
Les graines peuvent être stocker dans des sacs en plastique, à la température
ambiante d’une salle dépourvue d’hbmidité.
Vérifier périodiquement s’il n’y a p
de dégats, de champignons ou d’insectes. En
cas de dégâts, tamiser et sécher à
v - INFESTATI~N ARTIFICIELLE *AR LE STRIGA
Une des plus importantes sources e variabilité dans les expériences avec le Striga
est la variation du niveau de I’infe tation à l’intérieur du champ (nombre de graines
dans le sol).
4
Pour réduire la variabilité liée au niveau de I’infestation ou pour travailler dans une
zone non infestée ou en pot, on eut avoir recours à I’infestation artificielle. Les
graines utilisées pour une
P
infestat on artificielle doivent être des graines ayant au
moins 4 mois d’âge et recueillies
le même site, la même plante-hôte, la même
année et être uniformément conditi
Un des avantages de I’infestation artificielle est la possibilité d’avoir des parcelles
infestées et non infestées (ou pots côte à côte. Ceci permet l’évaluation des pertes
de rendement et l’observation 1
dI différences de croissance de la plante-hôte
imputables au Strioa.
L’infestation artificielle ne peut se faire qu’en milieu contrôlé.
VI - EXTRACTION DES GRAINES IDE STRIGA
Sous conditions d’infestation natur Ile en champ paysan, il est souhaitable de savoir
quel est le niveau d’infestation dar?s les parcelles. En disposant des taux de graines
avant le semis par extraction, on peut ajuster la notation de Strioa comme élément
6
On peut utiliser à cette même fin, la
-Echantillonnaoe : La première ch
d’obtenir le nombre précis de
graines de Strioa dans le sol est de
d
e
l
a
zone des parcelles/traitements.
d’y parvenir est de prendre un
grand nombre de petits
à travers toute la zone et de les réunir pour
extraire les graines. Un
en zig-zag à travers la parcelle et à
une profondeur de 15cm peut aide
utiliser une sonde pour
Une fois les échantillons Prélevé(s, mélanger soigneusement les sols et faire
l’extraction des graines par “l’expression graviimétriques”.
L’expression volumétrique est plus imple mais moins précise.
L’expression gravimétrique donne I teneur en1 graines par grammes de sol sec.
- Tamisage : La prochaine étape est de séparer effectivement les graines du sable.
Ceci se fait par séquences,
en séparant au tamis les particules de même
dimension que les graines
des particules plus grandes ou plus petites.
Effectuer une série de
des tamis de 250, 212 et 90 microns. A partir
du tamis de 250
sur écran grossier pour retirer les plus
grosses particules.
Nb. Un échantillon ne doit pas dépasser 200 g de sable. La quantité totale doit être
divisée en échantillons de 200 g.
-Lavage : Placer les résultats des Lamisages sous robinet et laver les particules à
plusieurs reprises à travers les tam s jusqu’à ce que le sol de chacun des tamis soit
bien lavé. En général il faut laver CIIaque tamis pendant 5 minutes. Ainsi toutes les
particules de même dimension que les graines de Strioa seront retenues sur le tamis
de 90 microns.
-Séparation : Après la séparation des particules de différentes dimensions par
tamisage, celle de même dimension que les graines de Striaa peuvent être séparées
selon le poids pour mieux réduire lb quantité de débris dans l’échantillon et faciliter
le comptage. On peut le faire par le biais de la gravité spécifique à travers un
entonnoir de séparation à I’aide~ d’une solution de densité spécifique 1,4 de
carbonate de potassium. Si pour cette opération le matériel fait défaut, la séparation
par flotaison sur une solution de saccharose constitue une alternative.
-Comptage : L’échantillon recueilli en fin de séparation est placé sous binoculaire et
à l’aide d’un forceps à bouts fins, on ramasse et rassemble les graines sur un côte
de papier filtre et on procède au comptage.
VII - TECHNIQUES IN VITRO
)
Les méthodes in vitro sont un aspect important de la recherche sur le Striaa. Elles
nous permettent d’observer les processus individuels de germination de la graine de
Stricia, de formation de radicules, d e fix.ation de pénétration, de production
7
d’haustorium et d’établissement
e la mptabiiité (OKONKWO 1 9 8 7 ) . E l l e s
permettent aussi de cribler
s-hôtes pour la résistance à l’établissement du
Striga à chacune des étapes
1991). Elles permettent
enfin de cribler les plantes
chimiques pour leur capacité à
stimuler la germination et à
des traitements de lutte (Parker et ai
1977 ; Vasudeva Rao, 1985).
Comme ces techniques ne
d’espace et prennent peu de
temps au laboratoire,
peuvent être obtenus rapidement. En
plus le criblage en laboratoire
met d’évaluer plus de matériels que dans un
espace aux champs. Le criblage e laboratoire contribue de beaucoup à réduire la
quantité de matériel destinée au cri lage avancé aux champs.
- On procède d’abord au
destiné à détecter la
de Striga est en vie.
germination car même les
Le comptage de graines viables o non viables pourrait servir dans d’éventuelles
études sur la dormante des graine de Striera.
- Production de stimulant de gerr#nation
Le procédé le plus simple pour p oduire de I’exsudat racinaire est de cultiver les
plantes en système de double
Pour cela il faut deux pots fuselés de même
dimension. Le pot supérieur a I
nd muni de petits trous et est adapté au pot
inférieur non perforé. Le pot su
ieur est ensuite rempli de sable où est semé
quelques graines de la plante ch
L’eau filtrera à travers le sable et les trous du
pot supérieur pour se rassembler
fond du 2ème pot. Après avair laissé pousser
les plantules pendant 7-14 jour
n jette l’eau du pot inférieur et on rempli à
nouveau le pot supérieur avec 25
d’eau que l’on recueille après au pot inférieur.
L’ex sudat racinaire ainsi obtenu
à stimuler la germination de la graine de Striaa
et peut être conservé au réfrig
teur. En plus de cet exsudât racinaire, des
stimulants de germination comm
e GR 24 peuvent être utilisés comme témoins
puisque toute graine de Striga
onditionnée doit être stimulée à germer avec
ces composants.
- Nettoyage, conditionnement et ermination
b
Autant les graines de Striga ré oltées ne peuvent germer sans un stimulant
chimique, autant elles ne peuvent germer sans être conditionnées c’est-à-dire sans
qu’on ne mette fin à leur dorman e qui dure en principe 4 à 6 mois. Après cette
période, il faut 7 à 21 jours d’humi ité pour préconditionner les graines afin qu’elles
puissent réagir au stimulant de ge 0mination.
----
--_I-
----
---
---.
-
- . ---
--.
_
Pour ce faire, on nettoie (ou désinfecte) les graines de Strioa avec une solution à 1
% d’eau de Javel pour éliminer les microbes contaminants. Une solution de
sporicidin conduit également à un bon nettoyage.
Après nettoyage, on transfert les graines dans des Erlen meyers de 50 ml en y
ajoutant 2 ml de solution Benomyl + 13 ml d’eau distillée, puis on les place dans un
incubateur à 28°C pendant 2 à 3 jours.
Au 3ème jour on retire les erlen meyers et on transfert les graines de Striga dans
d’autres Erlenmeyers stérilisés en y ajoutant encore une solution de Benomyl à
0,001 % (15 ml) et on les incube à nouveau 2 à 3 semaines après, les graines sont
conditionnées.
Le test de germination comprend 2 n/veaux :
1/- Pour faire la sélection des plantes-hôtes à faible production de stimulant ; ce ci
permet d’évaluer la capacité des cultures et cultivars à stimuler la germination des
graines de Strioa.
On utilisera la méthode TEST AGAR,Gel. On mesure la distance la plus éloignée du
grain de Striaa qui a germé par rapport à la racine de l’hôte ; si elle est éloignée (10
mm environ) c’est que la plante est sensible. On appelle cette observation :
Germination à distance et on l’effectue après 3 jours d’incubation). Une deuxième
observation a lieu à GD5
-
-
Si la distance des graines de Striga germées et la racine hôte est comprise entre O-2
mm on dit que la plante est à peu pres résistant.e.
2/- Le deuxième niveau consiste 8 sélectionner des plantes non-hôtes à forte
production de stimulants : on les appelle cultures-pièges. Ce sont généralement des
légumineuses employées en culture de rotation. Pour cela on utilise la technique
dite de la bague :
A l’intérieur d’une bague en feuille d’aluminium de 2 cm de diamètre et 1,5 cm de
haut on met 1 g de racines de plante ,non hôte, on place cette bague au centre d’une
boîte à pétrie dont le fond est couvert d’un papier filtre imbibé d’eau stérilisée. A
partir de cette bague on dispose en rayons des rondelles de filtre en fibre de verre
sur lesquelles sont étalées les graines de Strioa préconditionnées en nombre connu.
On humecte les racines avec 0,3 ml d’eau distillée et on place les boites dans un
incubateur à 28-30 “C pendant 24 heures. Apres quoi, on fait la lecture en comptant
le nombre de graines germées sur chaque rondelle dont la distance par rapport à la
bague est connue.
VIII - TECHNIQUES IN VIVO
Différents essais sur le Strioa peuvent être menés in vivo : criblage pour la
résistance variétale, essais de conditionnement, relations nutritionnelles entre la
plante hôte et le parasite, les effets des herbicides stimulants de germination etc...
Un des avantages des essais en pots c’est qu’ils peuvent être menés tout au long de
l’année, alors que les expériences aux champs ne peuvent avoir qu’un cycle par an.
9
l/- Essais en pots : Les pots bien préparés sont infestés par une quantité de graines
de Striqa viables bien connue. On entame le conditionnement de 7 jours en arrosant
les pots avec précaution et de façon à ne pas faire déborder l’eau des pots. Au bout
de 4 jours, on arrose une deuxième fois. Au 8(ème jour de I’infestation, on sème les
graines de la plante-hôte. Incorporer l’engrais puis faire un arrosage tous les 2 jours.
Au bout de 6 semaines, on compte le nombre de Striaa émergés et le nombre de
Striga fixés aux racines de l’hôte en submergeant le contenu du pot (plante+sable)
dans des seaux d’eau pour enlever la terre. L.a somme des deux donne le nombre
total de Striga fixés.
Nous pouvons également utiliser des sachets d’Eplée. Ces sachets sont en tissu
poreux de 90 microns ; on les rempli de graines de Strioa et on les introduit dans le
sol en pot ou aux champs. On les déterre en temps voulu pour faire le comptage de
graines de Striga germées. Cette possibilité dl’observer les graines sous conditions
naturelles de germination est un des principaux avantages des sachets d’Eplée par
rapport à l’extraction directe des graines du sol.
Quantification du Striga à différents stades de son cycle de vie
Pour quantifier les effets des méthodes de lutte prometteuses, les chercheurs
veulent évaluer les stades les plus affectés. Les stades d’intérêt sont : la dormante,
la post-maturation, le préconditionnement, la dormante secondaire, la germination,
la fixation, la croissance souterraine, l’émergence, la floraison et la maturité.
Stade au dessus du sol (Nbre de Strioa Emergés)
Le moyen le plus simple d’obtenir une mesure relative du nombre de Striqa
émergés, de floraison et de maturité est de faire un comptage unique à la période de
pointe de chaque stade.
Stade souterrain : Les stades sous le sol sont aussi très importants : la dormante, la
post maturation, le préconditionnement, la germination et la fixation. II serait
souhaitable d’évaluer la mortalité sous le sol, puisque beaucoup de traitements
visent à I’accroitre.
L’approche la plus pratique consiste à évaluer annuellement le changement dans le
nombre de graines par unité volumique du sol. On peut le faire en opérant des
extractions de graines du sol au moment du semis, pendant 3 à 5 ans. On soustrait
la quantité de graines relevée dans la zone échantillonnée l’année précédente du
comptage pour séparer les effets des traiternents sur la production de graine de
ceux sur le stock de graines du sol. Ces donnees montreront le taux comparatif de la
diminutïon du stock des graines au fil des ans, même si elles n’indiquent pas les
stades de croissance spécifique affectés.
Mesures de la vigueur : Puisque la vigueur du Strioa influence et sa mortalité et sa
capacité de produire des graines, on s’intéresse à mesurer la vigueur de la plante à
différents stades, pour noter comment elle est affectée par divers traitements. Elle
concerne la biomasse et la hauteur. Le Strioa récolté est séché, pesé, au stade
souhaité : (souvent 10 semaines après semis de l’hôte). La hauteur combinée au
10
nombre de ramification peut être un indicateur intéressant de la vigueur. La notation
de la figure (2) est proposée.
Les composantes de Rendement du Strim
La production annuelle de graines est le facteur qui maintient et augmente les
infestations par Strioa. Cette production est influencée par les conditions du milieu
ainsi que les traitements expérimentaux qui affectent la vigueur de la plante. On
définit les composantes du rendement comme le nombre de plants par unité de
surface, le nombre de capsules par plant et le nombre de graines par capsule.
Mesure des composantes du rendement du Strioa
Faire des visites répétées (tous les 3 jours) sur la zone d‘échantillonnage, récolter
les plants à maturité, les compter pour enregistrer le nombre ; faire de même pour
les capsules de chaque plant. Puis mettre l’échantillon dans un sac plastique,
étiqueter avec le numéro de la parcelle puis garder l’échantillon dans un endroit
protégé du champ. Répéter l’opération jusqu’à la récolte de tous les Strioa. Après
séchage complet, battre et séparer proprement les débris des graines en tamisant.
Peser (en gramme) les graines propres, évaluer le nombre de graines dans chaque
échantillon, diviser le nombre total de plants matures au cours de la saison (faire la
somme des données) par la superficie de collecte pour avoir le nombre de plants
matures/m2.
Diviser le nombre total de capsules par le nombre total de plants matures pour avoir
le nombre de capsules/plant. Diviser le nombre de graines par le nombre de
capsules pour avoir le nombre de graineskapsule.
Dégâts causés par les ravaoeurs/malac@
On peut évaluer les dégâts en fonction du nolmbre de plants atteints. Pour avoir des
données sur la sévérité, il faut compter le nombre de capsules attaquées sur les
plants matures - Compter également le nombre total de capsules (endommagées ou
non ) pour pouvoir estimer le pourcentage de dégâts causés.
Le comptage des dégâts doit se faire en même temps que celui des plants, à chaque
visite aux champs.
X - EXPERIMENTATION AGRONOMIQUE
On recherche des techniques de gestion des cultures qui puissent réduire le nombre
de Strioa et soulager de ce stress. Une des principales préoccupations c’est que ces
techniques soient applicables par les paysans. La réduction du nombre de plants
exige une approche à 3 niveaux.
l”/- Arrêter le flux des graines de Striga en provenance d’autres zones. Le premier
pas vers une réduction des dégâts du Strioa est d’éviter des mouvements
supplémentaires des parasites vers des champs. Ceci implique une restriction du
mouvement des animaux des zones infestées vers les zones exemptées ou celles
sous contrôles. II faudrait aussi utiliser des semences non contaminées.
11
Notation de la vigueur du Sfriga
OI
pas de plants de Mga émergées
1 =:
hauteur moyenne du Sfrjga I 5 cm, sans branches
2 =:
hauteur moyenne 6-20 cm, sans branches
3 =:
hauteur moyenne 6-20 cm, avec des branches
4 =:
hauteur moyenne 21-30 cm, I5 branches
5 =:
hauteur moyenne 21-30 cm, > 5 branches
6 ???
hauteur moyenne 31-40 cm, I 10 branches
7 2:
hauteur moyenne 31-40 cm, > 10 branches
81
hauteur moyenne >40 cm, avec I II 0 branches
gz
hauteur moyenne >40 cm, avec > ‘I 0 branches
Nb: la note doit être indépendante du nombre de plants de Sfriga.
IX-4
2/- Diminuer la reproduction en tuant les plants avant qu’ils ne soient en mesure de
produire des graines ou en réduisant la fécondité. On peut également augmenter la
mortalité du Striera par l’arrachage manuel, lies herbicides et la lutte biologique
(champignon, bactéries, nématodes, virus). La fécondité est diminuée par l’apport
d’azote, le travail du sol et la résistance de la plante-hôte. Elle peut aussi être
directement affectée par des agents de lutte biologique comme le Smicronyx qui
attaque les capsules.
3/- Réduire le stock de graines dans le sol : Parmi les traitements sophistiqués mais
très efficaces pour réduire le stock de graines, il y a les stimulants de germination
suicidaire particulièrement la fumigation d’éthyllène, le bromure d’éthyl comme agent
de fumigation ; la solarisation du sol (couvrir le sol humide d’une feuille plastique
durant 1 mois en saison sèche pour qu’il chauffe et tue les graines de Striaa.
La culture des faux-hôtes tout comme les cultures-pièges pratiquées pour leurs
graines et leurs fourrages ou parcequ’elles renforcent le sol, provoquent également
une germination suicidaire. Elles sont plus pratiques pour les petits paysans.
Pratiquées sur plusieurs années ou en rotations fréquentes, elles réduisent le stock
des graines.
Inventaire des techniques de lutte et leur période d’application par rapport au cycle
de la culture et du parasite.
- Techniques de lutte préventive : permettent une diminution du stock de graines
dans le sol :
Fumigants, herbicides, solarisation et brûlis ; stimulants synthétiques de la
germination, rotation avec des faux-hôtes (coton, arachide) ou des cultures pièges,
lutte biologique avec les champignons pathogènes du Striga.
- Techniques culturales limitant le développement du parasite : Fumure, densité et
date de semis, irrigation, paillage, choix des semences : non parasitées et variétés
résistantes ou tolérantes, herbicides, lutte biologique.
- Techniques de lutte curatives : Semences traitées, arrachage ou sarclage, lutte
biologique, brûlis.
Toutes ces techniques sont présentées dans la figure no3 en tenant compte de leur
date d’application en fonction du cycle du parasite et de la culture.
SELECTION DE CEREALES POUR LA RESISTANCE AU STRIGA
Définition de la résistance
Une variété performante est dite résistante si elle soutient moins de plants de Striga
émergés et donne en même temps un rendement supérieur au témoin sensible
(DOGGETT, 1988, EJETER et al. 1992). Par contre une’ variété tolérante soutient
bien le même nombre de Striga émergés que le témoin sensible, sans toutefois
montrer une réduction de rendement de grain ou de la productivité générale.
12
brûlis
fumigation
herbicide
herbicide
herbicide
brùlis
parcage
solarisation
lutte biologique
arrachage
arrachage
stimulation de la germination
sarclage
sarclage
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<.<Y
parcage
non labour
jachère
herbicide
irrigation
maîtrise du ruissellement
forte fumure
semis tardif
forte fumure
semis direct
irrigation
semence certifiée
semence traitée
faux hôte
culture piège
variété r&.istante
herbicide
irrigation
d e n s i t é
4
saison pluvieuse
.*c..-
1
1
Aal?t
I
Septembre
I
1
Octobre
J
u
i
l
l
e
t
Figure. Localisation dans le temps des techniques de lutte en fonctton du déveioppement de ia cuiture ei tiu parasita (cas du Bali)
X-4
Les génotypes hôtes qui ne soutiennent aucun1 plant, ni émergé, ni souterraine, dans
un champ fortement infesté sont appelés immune.
-
-
‘Techniques de criblaoe et critères de sitlection
La disponibilité des techniques de criblage précise et sûres est une condition
préalable par la sélection pour la résistance à n’importe quelle facteur de stress
biotique ou abiotique. (Quelques mécanismes de résistance à héritabilité simple
peuvent être évalués au laboratoire tandis quje la résistance à héritabilité complexe
doit être évaluer au champ ou en pots.
1 - Criblage pour mécanisme de résistance à héritabilit6 simple
Un bio-essai employant I’agar gélosé (Agar Gel Assay) a été développé par Hess et
al en (1992) et fournit une méthode simple polur évaluer des génotypes de céréales
pour production de stimulants.
Des graines de Striga préconditionnées sont placées au font d’une boîte de pétri et
sont dispersées dans de I’agar liquide, la raldicule d’une graine germée de l’hôte
(âgée de 12 heures) est enfoncée dans le rnilieu, la boite de pétri est incubée à
l’obscurité à 28°C ; après trois et cinq jours, la distance entre la racine de l’hôte et la
graine de Striga germée la plus éloignée est mesurée : (distance de germination).
Les entrées avec une distance de germination en moyenne de moins de 10 mm sont
classifiées comme faibles producteurs de stimulant.
2 - Criblage pour la résistance complexe dans des pots ou au champ
Dans les essais en pots, les plantes hôtes sont cultivées dans des pots avec du sol
mélangé avec une quantité connue de graines de Striga. Des pots non-infestés
peuvent être ajoutés comme témoin. Les observations seront les mêmes que celles
qu’on doit faire au champ.
Pour un criblage plus efficace, on peut faire me infestation artificielle des parcelles.
Le site pour I’infestation artificielle avec Striga doit avoir un bon drainage et tenir
compte du relief pour éviter un lessivage des graines en cas de forte pluie. Une
quantité suffisante de graines bien nettoyées (3 à 4 kg/ha) doit être récolté pendant
la campagne précédant l’implantation de l’essai. Pour une bonne uniformité
d’infestation, la parcelle d’expérimentation peut être divisée en sous-parcelles de
même dimension ou en lignes de même longueur. La même quantité de graines de
Strioa doit être pesée, mélangée avec du sable sec et fin et distribuée uniformément
dans chaque sous-parcelle ou sur chaque ligne. Les plants à cribler seront semés
sur les lignes infestées. Le mélange Striga/Sable peut aussi être appliqué dans les
poquets individuels.
Des variétés témoins très sensibles seront iniclues à des’ intervalles régulières pour
voir le niveau d’homogénéité de I’infestation et comparer toutes les observations.
Le dispositif “Echiquier” checkerboard) peut être envisagé : chaque entrée à tester
de l’essai est entourée par le témoin sensible.
1 3
A Samanko, nous avons trouvé qu’une parcelle de 2 lignes de 3 mètres de long est
séparée de la parcelle suivante par une ligne non semée, ce qui donne un bon
compromis. Les observations se font dans les 2 lignes, de chaque entrée et on ne
perd pas de superficie en bordures entre les parcelles. Les effets de voisinage sont
réduits ainsi que l’effet de l’ombrage (néfaste pour le Strioa).
Lutte chimique contre le Striqa
Pour une meilleure efficacité de la lutte chimique, quelques données essentielles
doivent etre maîtrisées :
- Principale période de désherbage
- Stade repère du parasite et de la culture
- Mode d’action des herbicides (action foliaire et action racinaire)
- Réglage du pulvérisateur
- Persistance du produit
- Précaution d’emploi
- Formulation et toxicité et principaux phénomènes de phytotoxicité.
La lutte chimique permet une meilleure organisation du travail car, supprime les
sarclages, détruit les mauvaises herbes dont le Striaa et empêche la production de
nouvelles graines prévenant les infestations futures.
Les principales périodes de désherbage sont :
- traitement de présemis (l’herbicide est appliqué avant le semis de la culture puis
incorporé dans le sol).
- traitement de prélevée est appliqué le plus r*apidement possible après semis, bien
avant l’émergence de la culture
- traitement de post-levée : applicable quand la culture est levée
Mode d’action des herbicides
- herbicide à action foliaire : produit de post-levée, pénètre dans les organes aériens
(Feuilles, Tiges)
- herbicide de contact : n’agit que là ou il est appliqué. II ne se déplace pas dans la
plante
- herbicide à absorption racinaire : produit de prélevée et post-levée. II est presque
exclusivement absorbé par les racines.
Nb. : II n’existe pas de méthodologie chimique pour lutter contre le Strioa mais il
faudra l’incorporer comme composante de la lutte intégrée.
1 4
- .--...
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- - -
LUTTE BIOLOGIQUE CONTRE STRIGA HERMONTHICA
Striga Mermonthica, plante parasite des cultures céréalières, cause de sérieuses
pertes de rendement. Un isolat indigène de Fusarium oxysporum supprime
efficacement la croissance du Striga et double presque le rendement du sorgho en
milieu paysan. C’est un agent de lutte biologique potentiellement efficace et pour
Striaa hermonthica.
Préparation de I’isolat : prendre un pied de Striga mort, le découper en petits
morceaux en ayant soin d’enlever les feuilles et les capsules ; le nettoyer dans de
l’alcool à 70°C puis dans de l’eau distillée puis sécher sur papier filtre, on place 3
morceaux par boite de pétri, de façon à former un triangle en enfonçant légèrement
les morceaux dans le milieu de culture préalablement préparé comme suit :
dissoudre 39 g de poudre de pomme de terre d’extrose Agar (PDA) dans 1 litre
d’eau distillée, autoclaver puis verser dans les boites à pétri après refroidissement.
Après la mise en boite de l’échantillon, incuber à 25°C dans un endroit tenu à cette
température. Deux à trois jours après le chamlpignon se développe.
La conservation de I’isolat à long terme (plus de 4 ans) se fait dans un mélange de
poudre d’avoine 1 % et de sol stérilisé. Le mélange poudre d’avoine + sol est
stérilisé 2 fois à 121 “C pendant 17 minutes.
Production de cultures primaires
Le Fusarium oxysporum M12-4A ainsi préservé est utilisé pour inoculer des boites
de pétri de (PDA) en dispersant quelques particules de sol à la surface de I’Agar (2
boites) les boites sont scellées et placées à la lumière à 28°C (2 jours après on
prélève des rondelles de mycélium en marge des colonies obtenues pour les
transférer dans 5 à 6 autres boites de pétri. Ces nouvelles cultures constituent
I’inoculum primaire, une période de 4 à 5 jours suffit pour obtenir de larges colonies.
Production d’inoculum
Le substrat de croissance est formé de tiges de sorgho coupées en morceaux de 1
à 2 cm ou de glumes de sorgho ou de balles de mil. Le tout sera traité, stérilisé et
mis dans des sacs en plastique.
Ces contenants (sacs et tubes cylindriques) refroidis seront inoculés de 6 à 8
rondelles de mycélium prélevées en marge d’inoculum primaire. Une période de 5
jours de croissance à 28°C et un brassage journalier des contenants permettront
d’obtenir une colonisation uniforme de l’ensemble des morceaux de sorgho.
L’inoculum ainsi obtenu peut être incorporé dans le sol après le semis ou 15 jours
après semis (période de germination du Striga).
La lutte intégrée
La lutte intégrée est une combinaison, d’une manière compatible, de plus de deux
méthodes qui sont viables économiquement et qui préserve l’environnement.
15
Tous les participants ont formé deux groupes d’étude pour déterminer des zones
d’intervention, des paquets proposés en matière de lutte intégrée contre le Striga.
Nous avons retenu les critères suivants :
- Densité de population
- Degré d’infestation du Strioa
Ainsi trois (3) zones ont été retenues :
l/- zone d’intensification
2/- zone d’agriculture de subsistance
3/- zone à pluviométrie bimodale
En zone d’intensification
Au togo, Côte-d’Ivoire, Guinée, Burkina, Bénin et Mali, nous proposons
- variétés résistantes, tolérantes et écotypes locaux
- Rotation : Coton, Niébé, Arachide; Maïs, Mil, Sorgho, Riz pluvial, Fonio,
Sésame, Igname et Voandzou
- Jachère
Méthodes culturales : Engrais, Herbicides
- Lutte biologique
En zone d’agriculture de subsistance :
Variétés résistantes, tolérantes et écotypes locaux
- Rotation, cultures associées
Méthodes culturales : Fumure organique, arrachage manuel
- Lutte biologique
Zone à pluviométrie bimodale
-Culture piège à la petite saison
-Variétés résistantes, tolérantes et écotypes locaux
-Rotation, cultures associées
-Méthodes culturales : fumure organique, arrachage manuel
16
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--II.
A
CONCLUSION
Malgré sa courte durée, ce stage m’a permis :
- de mieux comprendre l‘importance économique du Striga, son impact (souvent mal
connu) et les mécanismes de dissémination des graines du Striga ;
- de disposer de connaissances théoriques et pratiques pouvant améliorer les
travaux de Recherche (laboratoire, serre, milieu paysan ou milieu réel) à mener sur
les plantes parasites.
17
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